Guida dello studente Facoltà di Scienze matematiche fisiche e naturali

Anno Accademico 2006/2007

Guida generata il 21/11/2006

Corso di Laurea specialistica in Biotecnologie molecolari e industriali

Elenco docenti

Nome E-mail Telefono

David Bolzonella david.bolzonella@univr.it 045 802 7965

Alessandra Maria Bossi alessandra.bossi@univr.it 045 802 7946

Franco Cecchi cecchi@sci.univr.it 045 802 7964-5

Massimo Crimi massimo.crimi@univr.it 045 802 7924

Paola Dominici paola.dominici@univr.it 045 802 7966

Alejandro Giorgietti

Henriette Molinari molinari@sci.univr.it 045 802 7906

Hugo Luis Monaco monaco@sci.univr.it 045 8027 903 - 7082 (lab)

Tiziana Pandolfini pandolfini@sci.univr.it 045 802 7914

Massimiliano Perduca massimiliano.perduca@univr.it +39 045 802 7959

Alessandro Romeo alessandro.romeo@univr.it 045-8027974

Angelo Spena spena@sci.univr.it 045 802 7919

Anna Tramontano anna.tramontano@uniroma1.it

Giovanni Vallini vallini@sci.univr.it 045 802 7098

Elenco periodi

Nome periodo dal al

esami

Sessione Straordinaria 01/02/2007 28/02/2007

Sessione Estiva 15/06/2007 20/07/2007

Sessione Autunnale 03/09/2007 28/09/2007

lauree

Sessione autunnale a.a. 2005-2006 26/10/2006 26/10/2006

Sessione Straordinaria a.a. 2005-2006 12/12/2006 12/12/2006

Sessione Primaverile a.a. 2005-2006 22/03/2007 22/03/2007

Sessione Estiva a.a. 2006-2007 19/07/2007 19/07/2007

Sessione Autunnale a.a. 2006-2007 25/10/2007 25/10/2007

Sessione Straordinaria a.a. 2006-2007 20/12/2007 20/12/2007

lezione

Primo semestre 02/10/2006 24/01/2007

Secondo semestre 01/03/2007 08/06/2007

vacanze

Festa di Tutti i Santi 01/11/2006 01/11/2006

Festa dell'Immacolata Concezione 08/12/2006 08/12/2006

Nome periodo dal al

vacanze natalizie 21/12/2006 07/01/2007

vacanze pasquali 05/04/2007 10/04/2007

Festa della Liberazione 25/04/2007 25/04/2007

Festa del Lavoro 01/05/2007 01/05/2007

Festa del Santo Patrono 21/05/2007 21/05/2007

Festa della Repubblica 02/06/2007 02/06/2007

Elenco degli insegnamenti attivati

Insegnamenti del 1° Sem

Bioreattori - Laboratorio

Bioreattori - Teoria

Biosintesi e maturazione delle proteine

Chimica fisica II - Teoria

Domini proteici

Enzimologia

Fotobioreattori

Genomi

Infobiotica

Laboratorio di Bioinformatica strutturale e genomica

Microbiologia industriale

Insegnamenti del 2° Sem

Biocristallografia - Laboratorio

Biocristallografia - Teoria

Biofisica

Biopolimeri e Analisi NMR

Chimica fisica II - Laboratorio

Drug discovery

Gene design e laboratorio di DNA arrays - Gene design

Gene design e laboratorio di DNA arrays - Laboratorio di DNA arrays

Genetica dei microrganismi

Oncologia molecolare

Processi biotecnologici industriali

Produzione e caratterizzazione di proteine ricombinanti - Laboratorio

Produzione e caratterizzazione di proteine ricombinanti - Teoria

Proprietà intellettuale

Proteomica - Laboratorio

Proteomica - Teoria

Insegnamento che mancano di periodo didattico

Esame orale a scelta 1

Esame orale a scelta 2

Inglese B1

Programma degli insegnamenti

Biocristallografia - Laboratorio

Docente: Massimiliano Perduca

Crediti: 1.00

Periodo: 2° Sem

Anno di corso: 4°

Obiettivi formativi: Il laboratorio didattico di Biocristallografia introduce gli studenti alle tecniche fondamentali del campo, soprattutto quelle che riguardano la preparazione di cristalli biologici. Permette di avvicinarsi all'aspetto pratico della preparazione dei cristalli proteici, della raccolta dati di diffrazione e alla risoluzione di una struttura proteica.

Programma: Il laboratorio didattico di Biocristallografia si compone di una serie di lezioni pratiche che si focalizzano sui seguenti argomenti: 1) Una lezione introduttiva sulla teoria della cristallizzazione di macromolecole e sulle principali tecniche operative. 2) Preparazione di cristalli proteici avvalendosi delle tecniche più utilizzate nel campo (Microdialisi, Hanging drop e Sitting drop). 3) Raccolta di un set di dati di diffrazione con sorgente convenzionale ad anodo rotante, image plate detector e sistema a bassa temperatura. 4) Elaborazione ed analisi dei dati di diffrazione raccolti. 5) Risoluzione di una struttura proteica tramite sostituzione molecolare. 6) Costruzione e raffinamento di un modello proteico. 7) Escursus sui principali programmi usati per la rappresentazione grafica dei modelli macromolecolari.

Modalità di esame: Parte dell'orale di Biocristallografia

Biocristallografia - Teoria

Docente: Hugo Luis Monaco

Crediti: 5.00

Periodo: 2° Sem

Anno di corso: 4°

Obiettivi formativi: Il corso di Biocristallografia per la Laurea Biennale specialistica in Biotecnologie Molecolari ed Industriali si propone lo sviluppo delle capacità necessarie per la lettura critica di lavori riguardanti la Biocristallografia, branca fondamentale della Biologia Strutturale moderna. Dopo una’introduzione ai fondamenti della teoria della diffrazione e dei metodi moderni usati per la raccolta dei dati si affrontano il problema della fase e le differenze metodologiche nella determinazione delle strutture di piccole molecole e di macromolecole. Il corso prevede inoltre la lettura di lavori scientifici che vengono aggiornati ogni anno e che riguardano strutture di grande importanza biologica. Il laboratorio introduce gli studenti alle tecniche fondamentali del campo, soprattuto quelle che riguardano la preparazione di cristalli biologici.

Programma: Introduzione. Tecniche usate per la determinazione della struttura tridimensionale delle macromolecole. Ruolo della Biocristallografia nella strutturistica macromolecolare. Teoria della diffrazione. Il fenomeno della diffusione. Geometria. Diffusione dovuta ad un unico elettrone. Diffusione da un atomo. Il fattore di scattering atomico. Fattore di struttura. Il fattore di struttura di un atomo non collocato nell'origine di un sistema di coordinate. Diffusione di un filare di atomi. Diffusione di un insieme tridimensionale di atomi. Condizioni di Von Laue. Fattore di Struttura di un cristallo. Le convoluzioni nel calcolo della diffrazione dei raggi X. Legge di Bragg. Proprietà dei cristalli. Simmetria. Elementi di Simmetria. Gruppi spaziali. Reticolo reciproco. Preparazione dei cristalli macromolecolari. Proprietà dei cristalli di proteina. Relazione fra reticolo reciproco e reticolo cristallino. Sfera di Ewald. Determinazione del gruppo spaziale di un cristallo. Calcolo del numero di molecole presenti nella cella unitaria di un cristallo macromolecolare. Determinazione della struttura molecolare per diffrazione dei raggi X. Il problema della fase. Stadi nella determinazione di una struttura macromolecolare. Sorgenti di raggi X. Metodi di raccolta di dati. Risoluzione del problema della fase. Sostituzione isomorfa multipla. La Funzione di Patterson. Trattamento degli errori. Calcolo delle mappe di densità elettronica. Sostituzione molecolare. Costruzione e raffinamento del modello. Interpretazione delle mappe di densità elettronica. Costruzione del modello. Ruolo dell'informatica grafica. Raffinamento del Modello. Criteri di accuratezza. Il fattore R. I grafici di Ramachandran. Controllo della stereochimica. Alcuni risultati della Biocristallografia. La sintesi di Fourier differenza nello studio funzionale delle proteine. Esempi. Cambiamenti conformazionali. Biocristallografia risolta nel tempo. Importanza della luce di sincrotrone

Modalità di esame: Orale

Biofisica

Docente: Alessandro Romeo

Crediti: 3.00

Periodo: 2° Sem

Anno di corso: 4°

Obiettivi formativi: Il Modulo di Biofisica si propone di fornire agli studenti la conoscenza di base delle metodologie di analisi fisica di maggiore interesse per la caratterizzazione dei sistemi biologici, in particolare sulla spettroscopia e microscopia.

Programma: Programma: Spettroscopia: • Spettrofotometria e spettroscopia: • Assorbimento ed emissione di radiazione • Fluorescenza • Scattering • Dicroismo circolare (CD) e dispersione ottica rotatoria (ORD) Microscopia: • microscopia elettronica (SEM, TEM) • microscopia tunnelling (STM) e a forza atomica (AFM) Campi elettrici • Cenni di Elettrofisiologia: carica superficiale delle membrane, impedenza cellulare, voltage clamp, patch clamp Nanotecnologie

Modalità di esame: L’esame consistera’ in un esame orale sugli argomenti trattati.

Biopolimeri e Analisi NMR

Docente: Henriette Molinari

Crediti: 5.00

Periodo: 2° Sem

Anno di corso: 4°

Obiettivi formativi: Lo scopo di questo corso è di fornire agli studenti la conoscenza dei metodi di indagine nel campo della biologia strutturale, metodi volti alla comprensione, a livello molecolare, della correlazione tra struttura e funzione di macromolecole biologiche. Il corso si divide in due parti, una dedicata all’analisi delle strutture proteiche e dei determinanti del folding, in cui lo studente, oltre ai principi base della struttura delle proteine, dovrebbe apprendere a maneggiare programmi standard di visualizzazione e analisi di biomolecole ed essere in grado di modellare proteine di struttura non nota sapendo scegliere opportuni templati. La seconda parte è dedicata all’apprendimento dei principi fisici di base della risonanza Magnetica Nucleare applicata allo studio di proteine imparando anche ad eseguire semplici esperimenti.

Programma: Introduzione alla strutura di proteine: Sequenze - struttura - funzione. Catene polipeptidiche: Legame peptidico. Amminoacidi: Proprieta' idrofobiche e polari, gruppi titolabili e influenza dell'ambiente proteico. Struttura primaria, secondaria, terziaria, quaternaria. Angoli di torsione della catena principale. Diagramma di Ramachandran: derivazione standard per glicina e X-prolina. Classificazione dell’architettura e della topologia delle strutture proteiche. Determinazione delle superficie accessibile al solvente. Effetti elettrostatici. Triadi catalitiche e meccanismi di azione. Alfa-elica, geometria, proprieta' topologiche. Eliche 3_10 e pi greca. Motivi di terminazione delle eliche:N-cap box e statistica. Rassegna dei motivi N-term e C-term. Strutture estese: Strutture a foglietto beta. Foglietti beta paralleli e antiparalleli. Proprieta'. Preferenze conformazionali. Beta-hairpin e tight turns.Gamma turns e turns di tipo I-VII e mirror images. Beta-bulges, classici, wide e G1. Strutture supersecondarie (motivi strutturali):proprieta' strutturali e di funzione. Helix-loop-helix, helix-turn-helix, EF-hand. Beta-hairpin e beta-alpha-beta. Domini delle proteine: Classificazione dei domini. Strutture a dominio alpha. Esempi: four-helix bundle. Globin fold. Principi di impaccamento delle eliche. Strutture alpha/beta. Strutture a TIM barrel e a foglietto aperto. Strutture beta antiparallele. Strutture a barile jelly-roll. Siti funzionali e funzione. Impaccamento dei residui del core e profili. Considerazioni sull'evoluzione delle sequenze. Topological switch points e siti di legame La protein Data Bank. Files di struttura. Come recuperare i files dal sito della PDB. Solubilità delle proteine: serie di Hoffmeister, salting in e salting out. Aspetti termodinamici Principi di modelling molecolare Modelling Molecolare: apprendimento e utilizzo dei programmi SPDBviewer, MOLMOL, WHATIF, per l’analisi delle strutture e la costruzione di modelli. Problema del protein folding Risonanza Magnetica Nucleare applicata allo studio di proteine Introduzione alla Risonanza Magnetica Nucleare: Radiazione elettromagnetica, assorbimento ed emissione di fotoni. Condizione di Bohr. Spin e momento magnetico. Spin nucleari. Energia di uno spin in un campo magnetico. Moto di precessione. Effetti macroscopici. Sistema di riferimento rotante. Effetto di un campo a radiofrequenza nel rotating frame. Campo efficace. Condizione di risonanza. Eccitazione e rivelazione in un apparecchio NMR. Impulsi a radio frequenza. Flip angle. Moti molecolari e campi fluttuanti. Rilassamento verso l'equilibrio. Fenomeni di tipo T1 e di tipo T2. Equazioni di Bloch. Precessione libera. Profilo di eccitazione di un impulso. Relazione fra durata di un impulso e banda eccitata. Impulsi forti. Saturazione. Descrizione di uno spettrometro NMR. Schema generale. Il magnete. Il trasmettitore e gli amplificatori. Il lock. Il ricevitore. La demodulazione e la quadratura. Digitalizzazione e range dinamico. Trasformata di Fourier. Notazione complessa. Lorentziana. Segnali campionati nel tempo. Intervallo di campionamento e larghezza di banda. Esercitazioni allo spettrometro. Tuning e matching. Lock. Shimming. Calibrazione dell'impulso a 90 gradi. Presaturazione. Esperimenti NMR monodimensionali. Chemical shifts. Chemical shift secondari nella determinazione strutturale di proteine. Introduzione al rilassamento. Tempo di correlazione. Effetto Overhauser nucleare. Misura dei parametri di rilassamento. Misure dei moti proteici che avvengono su scale di tempo picosecondi-millisecondi. Esperimenti NMR multidimensionali: parametri importanti per la seconda dimensione temporale. Analisi di dati 2D. Sistemi di spin degli ammino acidi. Esperimenti di tipo COSY e TOCSY. Strategia di assegnamento di uno spettro di una proteina. Assegnazione sequenziale. Vincoli strutturali e derivazione di strutture rappresentative. Esperimenti multinucleari multidimensionali Metodi di overespressione ed arricchimento di sistemi proteici per la biologia strutturale. Produzione da E.coli e da lieviti. La scelta del sistema e del mezzo minimo. Calcolo di una struttura tridimensionale: Inclusione di vincoli NMR in campi di forze. Simulazioni vincolate. Simulated Annealing, minimizzazioni. Strutture NMR. Analisi di insiemi di strutture. RMSD medi. NMR e protein folding Esercitazioni allo spettrometro 500 MHz NMR situato nei locali dell’Università di Verona

Modalità di esame: L’esame consiste nella presentazione e discussione di un articolo che viene assegnato durante il corso. Lo studente deve dimostrare di aver capito le basi scientifiche, il lavoro svolto e l’innovazione eventualmente rappresentata da quel particolare lavoro. Verrà curata molto la presentazione dell’articolo stesso, in quanto l’esame vuole essere uno strumento per imparare a presentare i risultati del proprio lavoro.

Bioreattori - Teoria

Docente: David Bolzonella

Crediti: 4.00

Periodo: 1° Sem

Anno di corso: 4°

Obiettivi formativi: Il corso, riprendendo i principi relativ al trasferimento di materia, energia e quantità di moto già introdotti nel corso di Impianti Biochimici, si propone di fornire gli elementi di base e gli strumenti matematici per il dimensionamento delle diverse tipologie di bioreattori utilizzabili nelle produzioni industriali, ciò sia in relazione alla produzione di nuova biomassa che di metaboliti primari o secondari. Vengono inoltre affrontati i temi relativi alla miscelazione ed aerazione dei bioreattori di fermentazione.

Programma: 1. Cenni di cinetica enzimatica - Cinetiche di diverso ordine - Modello di Michaelis-Menten; - Inibizione enzimatica; - Inibizione per eccesso di substrato; - Influenza della temperatura; - Substrato eterogeneo; - Fenomeni di trasferimento di massa; - Cinetica di crescita delle biomasse. 2. Tipologie e dimensionamento di reattori biologici - Generalità; - Reattore miscelato continuo (CSTR); - Condizioni di non idealità; - Influenza di resistenze diffusionali; - Cascata di n reattori; - Reattore singolo con ricircolo; - Reattore con flusso a pistone (PFR); - Reattore discontinuo batch; - Reattore fed batch; - Intervalli di stabilità di funzionamento di un reattore biologico e rese attese per la produzione di biomassa e/o prodotto. 3. Aerazione ed agitazione di reattori - Criteri fondamentali e formulazione matematica; - Trasferimento di materia e di quantità di moto; - Aerazione senza agitazione meccanica, influenza delle condizioni operative, altezza dei reattori, flusso, equi e contro –corrente; - Trasferimento di ossigeno in presenza di agitazione meccanica.

Modalità di esame: L’esame consiste in una o più prove scritte ed una eventuale prova orale. Costituiscono elemento di valutazione anche gli elaborati relativi alle esperienze di laboratorio di bioreattori

Bioreattori - Laboratorio

Docente: David Bolzonella

Crediti: 1.00

Periodo: 1° Sem

Anno di corso: 4°

Obiettivi formativi: Il corso si propone, attraverso prove sperimentali condotte in laboratorio ed esercitazioni numeriche e simulazioni condotte in aula, di fornire alcuni dettagli pratici relativamente alla determinazione di parametri propri delle biomasse operanti in bioreattori ed è parte integrante degli argomenti affrontati nel corso di Bioreattori (teoria).

Programma: Esercitazioni pratiche in laboratorio inerenti la crescita di biomasse batteriche e svolgimento di esercitazioni numeriche inerenti le tematiche affrontate nel corso di Bioreattori (teoria).

Modalità di esame: L’esame consiste nella stesura di tesine relative alle esperienze di laboratorio che costituiscono elemento di valutazione per l’esame di Bioreattori (teoria)

Biosintesi e maturazione delle proteine

Docente: Massimo Crimi

Crediti: 2.00

Periodo: 1° Sem

Anni di corso: 4°, 5°

Obiettivi formativi: Il corso analizza le informazioni oggi a disposizione sul complesso processo biochimico con cui le cellule operano la sintesi, la maturazione e la degradazione delle catene polipeptidiche. Il corso, inoltre, permette di comprendere i principi biochimici base della biosintesi e dalla maturazione delle proteine sia a livello informazionale che meccanicistico. Particolare attenzione sarà anche dedicata agli aspetti evolutivi ed alle basi molecolari dei processi regolativi.

Programma: Biosintesi delle catene polipeptidiche: Le tappe biosintetiche: aspetti molecolari ed evolutivi. Le aa-tRNAsintetasi. Il controllo della traduzione negli eucarioti. Eventi di traduzione non canonici. Le modifiche postsintetiche: Le modifiche covalenti: principali amminoacidi modificati e criteri di classificazione. La glicosilazione e la biosintesi delle glicoproteine. L'ADP-ribosilazione. L'attacco covalente di molecole lipidiche alle proteine. La maturazione proteolitica di precursori proteici: preproteine e poliproteine. Il fenomeno del protein splicing. Ripiegamento delle catene polipeptidiche: Principi di base della struttura delle proteine. Motivi strutturali nelle proteine. La strutturazione delle catene polipeptidiche. Modelli di "strutturazione assistita": gli chaperon molecolari. Il trasporto mirato delle proteine: Principi generali e meccanismi di traslocazione di catene polipeptidiche all'interno dei diversi compartimenti intracellulari. Principi e aspetti strutturali del trasporto vescicolare delle proteine: la via della esocitosi e della endocitosi. Il ricambio delle proteine cellulari: Significato fisiologico del ricambio delle proteine. Principali sistemi enzimatici coinvolti e aspetti strutturali proposti nella determinazione della velocità di ricambio proteico. Modifiche post-traduttive non enzimatiche e il loro coinvolgimento nei processi di invecchiamento proteico. Il meccanismo catalitico del proteosoma. Il sistema delle caspasi.

Modalità di esame: Breve presentazione orale di una relazione su uno degli aspetti trattati nel corso con approfondimento della letteratura scientifica sullo specifico argomento.

Testi di riferimento: • I Principi di Biochimica di Lehninger di Nelson DL, Cox MM , edito da Zanichelli ed., Bologna (2002) n° ediz. 3

• Principi di Biochimica di Garrett & Grisham , edito da Piccin - Padova (2004) - cod. isbn: 88-2991693

• Biochimica di Mathews, VanHolde , edito da Ambrosiana (2004) n° ediz. 3 - cod. isbn: 8840812873

Chimica fisica II - Teoria

Docente: Hugo Luis Monaco

Crediti: 4.00

Periodo: 1° Sem

Anno di corso: 4°

Obiettivi formativi: Il corso di Chimica Fisica II per la Laurea Biennale specialistica in Biotecnologie Molecolari ed Industriali si propone lo sviluppo delle capacità necessarie per una descrizione quantitativa delle proprietà delle molecole, soprattutto di quelle d’interesse per il biologo. Dopo un’introduzione ai fondamenti della Meccanica Quantistica e di nozioni generali sulle tecniche spettroscopiche vengono introdotti gli elementi basilari della Termodinamica Statistica, essenziali per la comprensione delle relazioni esistenti fra il mondo macroscopico e il mondo delle molecole. Al trattamento teorico si affianca un laboratorio che si caratterizza per dare agli studenti ampi margini di libertà nella preparazione degli esperimenti.

Programma: Meccanica Quantistica : Principi di Meccanica Quantistica: onde particelle e quanti. Teoria di Planck del corpo nero. Teoria di Einstein del effetto fotoelettrico. Atomo di Bohr. Spettro dell’atomo di idrogeno. Formula di Rydberg. Spiegazione. Postulato di de Broglie. Microscopio elettronico. Equazione di Schroedinger. Funzione d’onda. Significato fisico. Probabilità e principio di indeterminazione di Heisenberg. Significato fisico dell’equazione di Schroedinger. Operatori. Autovalori e autofunzioni. Significato fisico dell’energia. Particella in una scatola Risoluzione dell’equazione di Schroedinger. Funzione d’onda. Principi che possono applicarsi ad altri problemi. Oscillatore armonico. Trattamento classico. Energie permesse. Esempi. Risoluzione dell’equazione di Schroedinger dell’oscillatore armonico. Molecole diatomiche. Potenziale di Morse. Significato fisico. Il rotore rigido. Trattamento classico. Significato fisico delle soluzioni. Equazione di Schroedinger in coordinate sferiche. Risoluzione dell’equazione di Schroedinger del rotore rigido. Separazione delle dipendenze angolari. Equazioni associate di Legendre. Uso del modello nella determinazione delle lunghezze di legame. Funzioni d’onda dell’atomo di idrogeno. Orbitali atomici. Risoluzione dell’equazione di Schroedinger. Energia e funzione d’onda. Numeri quantici. Funzioni d’onda idrogenoidi. Forma degli orbitali atomici. Uso di queste funzioni d’onda. Momento angolare. Legame chimico. Perchè si forma il legame covalente. Ruolo dell’energia potenziale e cinetica. Principio variazionale. Equazioni secolari. Applicazioni del metodo LCAO (combinazioni lineari degli orbitali atomici) alle molecole diatomiche. Orbitali leganti e antileganti. Funzioni d’onda ed energia. Significato fisico degli integrali di sovrapposizione, di risonanza e di Coulomb. Orbitali molecolari delle molecole diatomiche. Livelli di Energia. Configurazione elettronica delle molecole. Regole di Hund. Legami doppi e tripli. Molecole diatomiche eteronucleari. Molecole poliatomiche. Ibridizzazione. Elettroni non leganti. Geometria degli orbitali. Esempio: il legame peptidico. Momento dipolare. Definizione e unità di misura. Momento dipolare indotto. Polarizzabilità. Equazione di Debye. Forze non covalenti. Curva potenziale. Origine delle forze di attrazione e repulsione. Elio. Raggi di Van der Waals. Significato fisico. Introduzione alla Spettroscopia: Interazione della luce con la materia. Panorama generale. Legge di Lambert-Beer. Diffusione della luce. Diffusione Rayleigh, Brillouin e Raman. Riflessione e rifrazione. Fluorescenza e fosforescenza. Dicroismo circolare. Livelli di energia tipici di una molecola. Lo spettro elettromagnetico. Interazione di una soluzione di emoglobina con luce di tutte le frequenze possibili dello spettro elettromagnetico. Coefficiente di estinzione e indice di rifrazione. Descrizione classica di assorbimento e dispersione. Risonanza. Risonanza di un elettrone in presenza di luce. Le due polarizzabilità. Significato fisico. Relazione con il coefficiente di estinzione e l’indice di rifrazione. Descrizione quantomeccanica dell’assorbimento de energia elettromagnetica. Momento dipolare delle transizioni. Regole di selezione. Transizioni senza radiazione. Termodinamica Statistica: Introduzione. Entropia e degenerazione. Numero di configurazioni. Calcolo di � e di S. Probabilità degli stati quantici. Derivazione della funzione di distribuzione di Boltzmann. Calcolo dell’energia totale. Funzione di ripartizione molecolare. Degenerazione e funzione di ripartizione. Energia delle particelle nella scatola. Energia degli oscillatori armonici. Energia dei rotori rigidi. Principio classico dell’equipartizione dell’energia. Effetti quantomeccanici sull’energia e capacità termica. Capacità termica di cristalli e proteine. Interpretazione della termodinamica statistica del calore e del lavoro. Interpretazione dell’entropia. Funzione di ripartizione del sistema: relazione con la funzione di ripartizione molecolare.Funzione di ripartizione di particelle indistinguibili. Dipendenza dell’energia libera di un gas con la concentrazione. Calcolo della probabilità di stati molecolari complessi. Applicazioni biologiche. Stati di una molecola di DNA circolare. Acidi poliprotici. Conformazione di polimeri flessibili. Il cammino aleatorio monodimensionale e tridimensionale. Modelli dei polimeri flessibili. Polimeri di flessibilità limitata. Rapporto caratteristico di Flory. Teoria di Kuhn. Effetto del volume escluso.

Modalità di esame: Scritto e orale

Chimica fisica II - Laboratorio

Docente: Massimiliano Perduca

Crediti: 1.00

Periodo: 2° Sem

Anno di corso: 4°

Obiettivi formativi: Il corso di Chimica Fisica II per la Laurea Biennale specialistica in Biotecnologie Molecolari ed Industriali si propone lo sviluppo delle capacità necessarie per una descrizione quantitativa delle proprietà delle molecole, soprattutto di quelle d’interesse per il biologo. Il laboratorio didattico, che si caratterizza per dare agli studenti ampi margini di libertà nella preparazione degli esperimenti, permette la trasposizione della teoria imparata a lezione nella pratica del lavoro quotidiano in un laboratorio di ricerca.

Programma: Il laboratorio didattico di Chimica Fisica II si compone di sei giornate durante le quali verranno preparati i reagenti necessari e espletati tre tipi di esperimenti: 1) Calorimetria in soluzione: studio dell’entalpia di trasferimento dei protoni alla glicina. 2) Spettrofotometria: determinazione della costante di dissociazione di una sostanza. 3) Cinetica enzimatica: determinazione dell'energia di attivazione di una reazione di idrolisi catalizzata da un enzima e da un acido. Durante l'ultima giornata, con l'ausilio dei mezzi informatici presenti nel Laboratorio di Chimica Fisica, si procederà al trattamento e all'elaborazione dei dati raccolti durante gli esperimenti, utili per la preparazione della relazione finale.

Modalità di esame: Consegna di una relazione dettagliata sull'attività svolta durante i laboratori didattici, propedeutica allo svolgimento dell'esame orale di Chimica Fisica II.

Domini proteici

Docente: Anna Tramontano

Crediti: 2.00

Periodo: 1° Sem

Anni di corso: 4°, 5°

Obiettivi formativi: Gli obiettivi formativi del corso sono di fornire agli studenti gli strumenti culturali e metodologici per comprendere ed interpretare - l'organizzazione strutturale di proteine complesse e le sue conseguenze funzionali - i problemi connessi con la loro strutturazione - l'evoluzione di nuove funzioni attraverso eventi di ricombinazione di comini - la modulazione e molteplicita' delle funzioni di proteine complesse - i metodi di predizione di struttura e funzione di proteine con funzioni e ragolazioni multiple

Programma: Organizzazione proteica modulare 0.10 Evoluzione molecolare 0.25 Domini funzionali, strutturali e regolativi 0.25 Proteine moonlighting cioe' con funzioni multiple 0.15 Il folding delle proteine multidominio 0.20 La predizione della localizzazione dei domini 0.25 La predizione della struttura dei domini 0.25 Flessibilita' e relazione geometrica dei domini 0.15 La predizione delle interazioni tra domini 0.25 Applicazioni di ingegneria proteica assistite da metodi computazionali 0.15

Modalità di esame: L'esame sara' scritto con due domande a risposta aperta e otto domande a risposta multipla

Drug discovery

Docente:

Crediti: 2.00

Periodo: 2° Sem

Anni di corso: 4°, 5°

Enzimologia

Docente: Paola Dominici

Crediti: 4.00

Periodo: 1° Sem

Anno di corso: 5°

Obiettivi formativi: Vengono forniti gli strumenti di base per la comprensione della catalisi enzimatica (equazioni cinetiche, meccanismi di catalisi e di inibizione, fattori che influenzano stabilita’ e attivita’ dei biocatalizzatori). Si considerano i possibili metodi di ingegnerarizzazione della catalisi (disegno razionale, modificazione della selettivita’, ottimizzazione della stabilita’ e introduzione di elementi regolatori dell’attivita’ catalitica). Si mettono in relazione i biocatalizzatori con le possibili applicazioni industriali, nonchè i biocatalizzatori e applicazioni analitiche quali biosensori e microreattori.

Programma: Introduzione alla biocatalisi. Classificazione degli enzimi Architettura proteica. Cinetica enzimatica: Stato prestazionario e stato stazionario; Equazioni cinetiche, significato dei parametri cinetici, linearizzazioni; Equazioni cinetiche per trasformazioni a piu’ substrati e piu’ prodotti; Modelli di inibizione enzimatica, equazioni cinetiche Meccanismi di catalisi. Teoria dello stato di transizione; Catalisi acido/base, catalisi nucleofila, catalisi elettrofila; Catalisi covalente. Attivita’ e stabilita’ degli enzimi. Ottimizzazione della stabilita’ enzimatica: Selezione di estremofili; Approcci di mutagenesi; Strategie di immobilizzazione Ingnegnerizzazione della selettivita’ degli enzimi: Ingegneria proteica, mutagenesi sito specifica, desing di biocatalizzatori; Impiego di enzimi in solventi organico; Biocatalizzatori sintetici; Regolazione dell’attivita’ catalitica: Siti allosterici; Inserimento di siti allosterici quali switch molecolari; Biologia combinatoriale; Catalisi di ribozimi e deossiribozimi Biocatalisi ed enzimologia industriale. Stato attuale dell’enzimologia industriale; Il mercato e le previsioni di crescita; Reazioni in ambiente non acquoso; Tecniche di immobilizzazione e di stabilizzazione. Rigenerazione di cofattori. Applicazioni: Produzione di sciroppi glucosio/fruttosio, Produzione di aspartame, Produzione di acrylamide, Produzione di aminoacidi, Sintesi di farmaci enatiomericamente puri, Sintesi di antibiotici semisintetici, Produzione di polimeri, Reazioni di bioalogenazione, Proteasi e detergenti Applicazioni analitiche di biocatalizzatori. Biosensori. Sistemi analitici miniaturizzati, lab on a chip.

Modalità di esame: orale

Esame orale a scelta 1

Docente:

Crediti: 1.50

Periodo:

Anno di corso: 5°

Obiettivi formativi: Lo scopo è quello di valutare la capacità individuale dello studente di reperire informazioni utili e di esporre in pubblico quanto appreso.

Esame orale a scelta 2

Docente:

Crediti: 1.50

Periodo:

Anno di corso: 5°

Obiettivi formativi: Lo scopo è quello di valutare la capacità individuale dello studente di reperire informazioni utili e di esporre in pubblico quanto appreso.

Fotobioreattori

Docente: Alessandro Romeo

Crediti: 2.00

Periodo: 1° Sem

Anni di corso: 4°, 5°

Obiettivi formativi: Il corso si prefigge di dare una visione generale del mondo dell'energia fotovoltaica dal punto di vista biologico. Il corso offre cenni sulla fotosintesi come esempio di nanotecnologia biomolecolare naturale. Cenni di fisica dei semiconduttori e di nanotecnologie. Strategie per la cattura dell'energia luminosa e per la sua trasformazione in energia elettrica e chimica nei sistemi biologici. La separazione di carica. Fotosintesi artificiale: le celle solari a colorante organico. I coloranti naturali. Ottimizzazione della cattura della luce e della dissipazione dell'eccesso di energia. Celle solari organiche a paragone con quelle inorganiche. Strategie per la costruzione di celle solari.

Programma: 1. Introduzione alle energie rinnovabili 2. Fotosintesi 3. Fotovoltaico 4. Celle solari 5. Celle solari organiche 6. Coloranti: Dyes 7. Fotosintesi artificiale 8. Fotobioreattori per la produzione di idrogeno 9. Prospettive future data la specificità del corso il materiale sarà fornito direttamente dal docente e sarà basato su gli ultimi articoli scientifici sull'argomento

Modalità di esame: L’esame consistera’ in un colloquio orale sugli argomenti trattati.

Gene design e laboratorio di DNA arrays - Gene design

Docente: Tiziana Pandolfini

Crediti: 1.00

Periodo: 2° Sem

Anno di corso: 5°

Obiettivi formativi: Conoscenza dei moderni metodi di analisi del trascrittoma e degli approcci sperimentali allo studio della funzione genica. Conoscenza delle tecniche di costruzione e ibridazione di DNA-microarrays.

Programma: Disegno di costrutti per lo studio funzionale dei geni. Metodi di analisi del trascrittoma DNA microarrays :disegno degli esperimenti, costruzione di microarrays, microarrays ad oligonucleotidi e microarrays a cDNA. "Stampa" dei microarrays. Tecniche di estrazione di RNA totale e mRNA, amplificazione di RNA. Sintesi del cDNA e tecniche di marcatura. Ibridazione dei microarrays e acquisizione dei dati. Applicazioni dei microarrays.

Modalità di esame: orale

Gene design e laboratorio di DNA arrays - Laboratorio di DNA arrays

Docente: Tiziana Pandolfini

Crediti: 2.00

Periodo: 2° Sem

Anno di corso: 5°

Obiettivi formativi: Acquisire la capacità di effettuare esperimenti di ibridazione su DNA-microarrays

Programma: Estrazione e purificazione di RNA totale e mRNA da matrici diverse. Amplificazione di RNA e sintesi di cDNA. Mmarcatura diretta ed indiretta del cDNA. Ibridazione di DNA microarrays e acquisizione dei dati.

Modalità di esame: scritto

Genetica dei microrganismi

Docente: Giovanni Vallini

Crediti: 4.00

Periodo: 2° Sem

Anni di corso: 4°, 5°

Obiettivi formativi: Il Corso si propone una approfondita panoramica dell'organizzazione genetica e dei meccanismi di regolazione, espressione e trasmissione dell'informazione relativamente ai microorganismi eucarioti, con esclusivo riferimento ai lieviti ed ai funghi con micelio. Questi catalizzatori biologici rivestono un ruolo di fondamentale importanza nell'ambito della microbiologia applicata. Il Corso vuole essere una integrazione dei concetti in precedenza acquisiti con lo studio della biologia, della genetica e della microbiologia generale. Verrà affrontata la discussione delle più recenti teorie per un critico approccio alla genetica dei funghi, con un riguardo particolare a Saccharomyces cerevisiae. Il Corso intende inoltre fornire un ampio repertorio di esperimenti dimostrativi, insieme ad una lista di materiali e metodi per l'attuazione di protocolli standard, finalizzati all'indagine della biologia dei funghi. Ciò anche alla luce delle rivoluzionarie conoscenze conseguite nel campo della genomica e della proteomica.

Programma: 1. Importanza dello studio del genoma di lieviti e funghi. 2. Le interazioni a livello genomico - 2.1 Compatibilità e reazioni di incompatibilità; 2.2 Migrazione nucleare; 2.3 Struttura e funzione dei fattori che determinano il mating type in Saccharomyces cerevisiae, Neurospora crassa, Ustilago maydis, Coprinus cinereus e Schizophyllum commune. 3. Ceppi selvatici e mutanti. 4. Genetica della segregazione - 4.1 Complementazione di mutanti; 4.2 Allelismo funzionale; 4.3 Segregazione genica; 4.4 Segregazione citoplasmatica. 5. Analisi della ricombinazione. 6. Meccanismi di ricombinazione - 6.1 La conversione genica; 6.2 DNA ibrido ed eteroduplex; 6.3 Correzione dei mismatches in DNA eteroduplex; 6.4 Revisione del modello base di ricombinazione. 7. Modello fisico del genotipo - 7.1 Marcatori molecolari; 7.2 Polimorfismo del DNA; 7.3 RLFP, PCR primers (AP-PCR e RAPD); 7.4 DNA fingerprinting; 7.5 Microsatelliti e minisatelliti; 7.6 Elementi trasponibili; 7.7 Geni e spaziatori; 7.8 Cariotipi elettroforetici. 8. Dai geni alla genomica: mappatura del genoma fungino - 8.1 Mappe fisiche; 8.2 Mappaggio di restrizione; 8.3 Mappaggio ottico; 8.4 Clonaggio del DNA: plasmidi, cosmidi, BACs e YACs; 8.5 Sequenziamento; 8.6 Il sequenziamento del genoma di Saccharomyces cerevisiae. 9. Sistematica, filogenesi ed evoluzione - 9.1 Trasferimento orizzontale dell'informazione; 9.2 I geni nelle popolazioni fungine; 9.3 Variazione genetica in ospiti e patogeni; 9.4 Selezione naturale ed artificiale; 9.5 Micotecnologia. 10. Genetica della differenziazione fungina e morfogenesi (regolazione dell'espressione genica).

Modalità di esame: La verifica delle conoscenze acquisite durante il Corso prevede il superamento di una prova finale in forma di esame orale.

Genomi

Docente: Angelo Spena

Crediti: 5.00

Periodo: 1° Sem

Anno di corso: 4°

Obiettivi formativi: Il corso mira a fornire una visione generale dell’informazione genetica del vivente, della sua organizzazione nel genoma e dei meccanismi funzionali del genoma. La parte specialistica del corso è dedicata allo studio dei meccanismi molecolari dell’RNAinterference ed all’uso dell’RNA interference (o RNA silencing) nell’analisi funzionale del genoma.

Programma: Il genoma ed il suo stato. Dalla Sequenza del DNA all’epigenoma. Struttura della Cromatina. DNA e proteine. Controllo della struttura della cromatina. Proteine istoniche e non istoniche. Istoni e modificazioni istoniche. L’informazione genetica dei genomi e la sua organizzazione. Geni e famiglie geniche. Sequenze uniche e ripetute. Genoma, trascrittoma, proteoma. Regioni codificanti e non codificanti. Elementi genetici a significato regolativo (es. promotore, enhancer, silencer, insulator, terminatore della trascrizione). Genomica funzionale e funzione genica. Aspetti generali. I. Genomi e l’analisi funzionale del genoma per RNA interference 1. Il silenziamento genico trascrizionale e post-trascrizionale Definizione e significato biologico del silenziamento genico. SiRNA ed RNA interference (RNAi). Scoperta dell’RNAi. RNA induttori ed RNA effettori dell’RNAi. Meccanismi dell’RNAi. Componenti dell’RNAi: Dicer, Drosha, RISC, RISC loading complex, Slicer, RNApolimerasi RNAdipendenti, proteine Argonauta, RITS. Diffusione sistemica e transitività dell’RNA interference. 2. Funzioni dell’RNAi. Difesa da acidi nucleici esogeni. Eterocromatina e RNAi. Differenziazione, sviluppo ed RNAi. 3. miRNA, siRNA. Struttura, biogenesi, meccanismi di azione. 4. Asimmetricità e “loading” degli siRNA nel complesso RISC. 5. Virus e Geni soppressori dell’RNAi. 6. Meccanismi di regolazione a feed-back dell’RNAinterference. 7. Off-target gene regulation ed RNAinterference 8. RNA interference e la nuova genetica: utilizzo dell’RNAi nello studio dei genomi eucariotici (Caenorabditis, Drosophila, piante, uomo). II. Struttura dell’Eterocromatina ed evoluzione del genoma. Eterocromatina ed informazione genetica: espressione genica, ricombinazione, segregazione dei cromosomi. Regioni eterocromatiniche. Componenti dell’Eterocromatina. Formazione dell’eterocromatina. Elementi genetici mobili, DNA ripetuto ed eterocromatina.Distribuzione degli elementi mobili nel genoma. Epigenoma e RNAi. Metilazione del DNA, codice istonico e lo stato del genoma. “Modelling” della cromatina. III. Genomi eucariotici. Ordine genico e domini dinamici nei genomi eucariotici. Variazioni a significato regolativo nelle regioni “cis-acting” del genoma umano. Evoluzione e distribuzione di siti di regolazione della RNA polimerasi da parte di elementi Alu. Mutazioni da retrotrasposoni e genomi vegetali (es. Vitis vinifera). Genomi e tratti quantitativi in pomodoro e drosofila. Genomi procariotici. Riflessioni sulla sequenza di alcuni genomi procariotici: Legionella pneumophila. “Riboswitch” e controllo dell’espressione genica nei procarioti. Circuiti genetici e ciclo cellulare in Caulobacter. Genomi virali Riflessioni sulla sequenza del genoma di un virus simbiotico (Polydnavirus) e di un mega-genoma virale (Mimivirus).

Modalità di esame: Orale

Infobiotica

Docente:

Crediti: 4.00

Periodo: 1° Sem

Anno di corso: 4°

Obiettivi formativi: Informazione provvisioria da confermare da parte del docente. Il corso intende fornire gli strumenti formali di base per la rappresentazione discreta dell'informazione biologica e per l'analisi algoritmica di processi biologici.

Inglese B1

Docente:

Crediti: 2.00

Periodo:

Anni di corso: 4°, 5°

Laboratorio di Bioinformatica strutturale e genomica

Docente: Alejandro Giorgietti

Crediti: 4.00

Periodo: 1° Sem

Anno di corso: 4°

Microbiologia industriale

Docente: Giovanni Vallini

Crediti: 4.00

Periodo: 1° Sem

Anno di corso: 5°

Obiettivi formativi: Il Corso di Microbiologia Industriale è rivolto agli studenti del 2° anno della Laurea Specialistica in Biotecnologie Molecolari e Industriali, i quali, già dotati di un adeguato bagaglio di conoscenze microbiologiche di base, vogliano acquisire ulteriore informazione circa l'impiego di microorganismi nell'ambito di processi mirati all'ottenimento di prodotti od allo sfruttamento di trasformazioni mediate da biocatalizzatori. In particolare, il Corso affronta lo studio dei criteri di gestione dei bioreattori e l'esame di filiere tecnologiche nelle quali si attuano produzioni/conversioni microbiche di interesse economico

Programma: PARTE PRIMA 1. Richiami ai criteri di gestione dei microorganismi nell'ambito dei bioprocessi - 1.1) Microorganismi come catalizzatori delle reazioni chimiche: a) processi catalizzati da cellule microbiche intere; b) processi catalizzati da enzimi di origine microbica. - 1.2) Scala di produzione nell'ambito dei bioprocessi. - 1.3) Modalità di conduzione dei bioprocessi industriali: a) modo discontinuo (batch); b) modo continuo. - 1.4) Processi biotecnologici a confronto con i processi di sintesi chimica: a) svantaggi della biocatalisi; b) vantaggi della biocatalisi. - 1.5) Sviluppo dei bioprocessi: a) scelta dei microorganismi; b) strategie per l'incremento delle capacità e delle rese biosintetiche dei microorganismi. - 1.6) Valutazione dell'efficienza di crescita e della formazione dei prodotti: a) stechiometria della crescita microbica; b) relazioni tra formazione del prodotto e crescita microbica; c) determinazione delle necessità energetiche di mantenimento e di massima produzione di biomassa; d) determinazione dei quozienti P/O; e) superproduzione di metaboliti ed efficienza di crescita. PARTE SECONDA 2. Filiere biotecnologiche finalizzate al prodotto - 2.1) Produzione di SCPs (single cell proteins): a) natura delle SCPs; b) substrati per la produzione di SCPs (SCPs da anidride carbonica, da carboidrati, da idrocarburi e derivati); c) microorganismi per la produzione di SCPs; d) analisi di processi industriali (es. processo �Pruteen). - 2.2) Produzione in larga scala di acidi organici: a) produzione di acido citrico; b) produzione di intermedi del ciclo degli acidi tricarbossilici (es. acido fumarico ed acido malico); c) produzione di acido itaconico; d) produzione industriale di gluconolattone ed acido gluconico. - 2.3) Produzione di enzimi: a) amilasi, lipasi e proteasi di origine microbica; b) applicazione in larga scala degli enzimi di derivazione microbica (es. industria tessile e dei detergenti). - 2.4) Produzione ed applicazione di esopolisaccaridi e poliesteri di origine microbica. - 2.5) Produzione industriale di aminoacidi: a) fermentazioni con ceppi selvaggi; b) fermentazioni con ceppi mutanti; c) recupero degli aminoacidi dal terreno di coltura; d) processi chemo-enzimatici. PARTE TERZA 3. Filiere biotecnologiche finalizzate al processo - 3.1) Trasformazione per via microbica di steroidi in steroli. - 3.2) Impiego di microorganismi in processi minerari (biomining o bioleaching). 3.3) Desolforazione biologica di combustibili fossili. 3.4) Rimozione di metalli pesanti da acque reflue mediante uso di microorganismi.

Modalità di esame: La verifica delle conoscenze acquisite durante il Corso prevede il superamento di una prova finale scritta, articolata in quesiti multirisposta, nello sviluppo e soluzione di esercizi di calcolo inerenti la gestione dei bioreattori, nonché nella richiesta di descrizioni sintetiche su specifici argomenti teorici ed applicativi.

Oncologia molecolare

Docente:

Crediti: 2.00

Periodo: 2° Sem

Anni di corso: 4°, 5°

Obiettivi formativi: Informazione provvisioria da confermare da parte del docente. L’obiettivo del corso è di fornire allo studente le conoscenze dei meccanismi fondamentali alla base dei processi patologici umani e neoplastici in particolare. Sarà fornita, attraverso esempi pratici, una panoramica delle applicazioni pratiche dei recenti progressi della patologia molecolare, considerando gli aspetti di ricerca ma anche clinico-diagnostici e le implicazioni prognostiche e terapeutiche.

Processi biotecnologici industriali

Docente: Franco Cecchi

Crediti: 4.00

Periodo: 2° Sem

Anno di corso: 5°

Obiettivi formativi: Il corso si propone di fornire un’appropriata conoscenza degli elementi di base relativamente alle operazioni unitarie per la separazione e purificazione di chemicals di interesse industriale a partire da colture di fermentazione (down stream processing). Verranno in particolare forniti gli elementi di teoria e delle principali applicazioni industriali dei processi di separazione per filtrazione convenzionale, centrifugazione, filtrazione su membrana (micro-, ultra-filtrazione, osmosi inversa, diafiltrazione), estrazione liquido-liquido, cromatografia, adsorbimento e distillazione. Tali argomenti risultano direttamente collegati alle tematiche affrontate nei precedenti corsi di Impianti Biochimici e Bioreattori e relativi laboratori.

Programma: I contenuti del corso di Processi Biotecnologici Industriali riguardano la teoria ed applicazione di operazioni unitarie per la produzione industriale di chemicals. In particolare, vengono affrontate le seguenti tematiche: 1. Trasporto di solidi e liquidi e loro separazione; 2. Scambiatori di calore; 3. Rottura delle cellule; 4. Classificazione dei processi unitari di separazione; 5. Processi unitari basati sulle proprietà termodinamiche - Distillazione/evaporazione; - Assorbimento/desassorbimento; - Essiccamento; - Liofilizzazione; - Estrazione con solvente; - Adsorbimento; - Scambio ionico; - Cristallizzazione 6. Processi unitari basati sulle proprietà cinetiche - ultrafiltrazione - osmosi inversa - elettrodialisi 7. Processi unitari basati su proprietà fisiche - Sedimentazione; - Flottazione; - Filtrazione; - Centrifugazione; - Separazione elettrostatica; - Separazione magnetica.

Modalità di esame: L’esame consiste in una o più prove scritte, ed una eventuale prova orale.

Produzione e caratterizzazione di proteine ricombinanti - Teoria

Docente: Paola Dominici

Crediti: 2.00

Periodo: 2° Sem

Anno di corso: 5°

Obiettivi formativi: Obiettivo del corso e' quello di fornire conoscenze teoriche e pratiche sulle principali tecniche utilizzate per l'amplificazione, la purificazione e caratterizzazione di proteine ricombinanti.

Programma: CLONAGGIO: Scelta della proteina. Scelta del sistema di espressione. Scelta del vettore. Strategia di clonaggio. ESPRESSIONE : Espressione in E.coli : ottimizzazione dei livelli di espressione; miglioramento della solubilita’; miglioramento della stabilita’; diminuzione della tossicita’ . Co-espressione. Proteine di fusione: GST, (His)6 : vantaggi e svantaggi Espressione in cellule di insetto/ baculovirus. Espressione in lievito PURIFICAZIONE: Estrazione e chiarificazione . Cromatografia. Conservazione della proteina purificata. CARATTERIZZAZIONE: Determinazione quantita’ e concentrazione della proteina. Spettroscopia nella caratterizzazione di proteine. Caratterizzazione di proteine enzimatiche.

Modalità di esame: Lo studente dovrà fare una relazione per ogni esercitazione di laboratorio, da presentare all’esame. L’esame sarà orale, e comprenderà, oltre alla trattazione di alcuni argomenti teorici, piu’domande sui laboratori.

Produzione e caratterizzazione di proteine ricombinanti - Laboratorio

Docente: Paola Dominici

Crediti: 1.00

Periodo: 2° Sem

Anno di corso: 5°

Obiettivi formativi: Le esercitazioni di laboratorio si propongono di fornire gli strumenti metodologici per affrontare il percorso che va dal clonaggio all’ottenimento di una proteina in forma purificata.

Programma: Verranno espresse in E.coli e purificate una o piu’ proteine wt e/o mutate da Arabidopsis thaliana, mettendo in diretto contatto le esercitazioni di laboratorio con il lavoro di ricerca che si svolge nel laboratorio di Biochimica .

Modalità di esame: Lo studente dovrà fare una relazione per ogni esercitazione di laboratorio, da presentare all’esame. L’esame sarà orale, e comprenderà, oltre alla trattazione di alcuni argomenti teorici, piu’domande sui laboratori.

Proprietà intellettuale

Docente:

Crediti: 2.00

Periodo: 2° Sem

Anno di corso: 4°

Obiettivi formativi: Informazione provvisioria da confermare da parte del docente. Il corso si prefigge, in generale, di creare negli studenti una certa sensibilità verso le tematiche della proprietà intellettuale e, in particolare, di trasmettere loro i concetti basilari della disciplina giuridica concernente l’innovazione tecnologica. Il corso, pertanto, verterà essenzialmente sulla disciplina giuridica dei brevetti e riserverà particolare attenzione alle invenzioni chimiche, biotecnologiche e del settore vegetale.

Proteomica - Teoria

Docente: Alessandra Maria Bossi

Crediti: 4.00

Periodo: 2° Sem

Anno di corso: 5°

Obiettivi formativi: Tale corso è a livello avanzato ed ha lo scopo di fornire agli studenti le cognizioni più recenti ed aggiornate nel campo della scienza dell'analisi del proteoma, che oggi rappresenta la punta di diamante di tutte le scienze biologiche/biomediche

Programma: Rassegna di tutte le metodiche cromatografiche in uso nell'analisi del proteoma. Rassegna di tutte le metodiche elettroforetiche adottate nella scienza proteomica. Uso di metodiche cromatografiche ifenate (tipicamente bidimensionali)per lo screening del proteoma. Uso di metodiche elettroforetiche ifenate (bi- o multi-dimensionali) nell'analisi del proteoma. Uso di metodiche ibride (cromatografiche ed elettroforetiche) ifenate per lo screening del proteoma. Il pre-frazionamento (sia cromatografico che elettroforetico) per l'analisi del proteoma nascosto, cioè delle proteine poco abbondanti in miscele proteiche complesse. La preparazione del campione in vista di un analisi proteomica. La spettrometria di massa nell'analisi delle proteoma. MALDI-TOF MS, ESI-MS, Q-TOF, Q-STAR, MALDI-TOF-TOF-MS, FT-ICR MS e loro uso nell'analisi di proteine intatte, di peptidi e del de novo sequencing. Imaging mass spectrometry direttamente su sezioni di tessuti per il profiling di proteine e farmaci. Uso di data base proteici e genici per il riconoscimento di proteine e peptidi. Acquisizione di immagini da mappe bidimensionali: uso del PD Quest e di altri sistemi di analisi di immagine per la proteomica differenziale. La proteomica quantitativa: uso di isotopi stabili e di traccianti fluorescenti a due/tre lunghezze d'onda di emissione. Protein microarrays e ricerca di biomarkers con la metodica SELDI-MS. Conclusioni: quo vadis, proteome?

Modalità di esame: Scritto/orale

Proteomica - Laboratorio

Docente: Alessandra Maria Bossi

Crediti: 1.00

Periodo: 2° Sem

Anno di corso: 5°

Obiettivi formativi: Acquisizione di abilità pratiche di laboratorio di proteomica.

Programma: Preparazione del campione. Gel bidimensionali. Colorazioni. Acquisizione dell'immagine. Trattamento statistico dei dati. Identificazione delle proteine con confronto su database.

Modalità di esame: tesina