Azione di micorrizazione

PremessaL’analisi dei dati bibliografici evidenzia che il trattamento dei terreni inquinati da PCBs conpiante coltivate produce un abbattimento dell’inquinante maggiore rispetto a quello rilevato inun terreno di controllo non coltivato (Schnabel & White, 2001). Evidenzia inoltre come i consorzimicrobiologici della rizosfera e del suolo possano divenire estremamente utili ai fini del biorime-dio di terreni inquinati (Narasimhan et al., 2003; Dzantor & Woolston, 2001). Sulla base di queste considerazioni ricavate dalla bibliografia, il presente progetto sperimentaleha previsto di ottimizzare i consorzi microbiologici della rizosfera e del suolo, operando unaselezione dei ceppi naturalmente presenti nel terreno inquinato; ha previsto inoltre una secondafase di ottimizzazione e stabilizzazione dei ceppi ed una terza fase di inoculo nel terreno di unconsorzio selezionato per ottimizzare il rendimento di abbattimento del PCB.Nel corso del primo anno di sperimentazione in campo, nella fase di semina delle colture, è statoeffettuato l’inoculo di un consorzio microbiologico di proprietà della CCS Aosta composto dafunghi micorrizici, batteri della rizosfera e funghi saprotrofi del terreno sia nelle parcelle speri-mentali che nel campo prossimo alle stalle (campo E) coltivato a mais. Scopo dell’azione eraverificare se tale inoculo si rivelasse sufficiente a ristabilire una condizione microbiologicamigliore rispetto a quella inizialmente riscontrata del suolo agrario, tale da superare lo stresssubito, o se viceversa il suolo avrebbe provocato la morte dell’inoculo effettuato.

Approccio sperimentaleL’azione di micorrizazione effettuata all’inizio progetto e nel corso delle successive campagnedi semina è stata effettuata dal partner del progetto CCS Aosta, utilizzando un consorzio com-prendente tre ceppi di Glomus di proprietà della suddetta CCS Aosta che, in precedenti provedi coltivazione effettuate in ambiente controllato, avevano espresso una buona capacità di adat-tamento. Il consorzio usato è iscritto al registro dei fertilizzanti europeo, settore “Ammendanti”,categoria “Inoculi micorrizici”, e il suo nome commerciale è “Micosat F – cereali”.

Funghi simbionti1) Glomus caledonicum G242) Glomus intraradices G313) Glomus coronatur G53

Batteri della rizosfera4) Pseudomonas borealis P295) Pseudomonas fluorescens P286) Bacillus subtilis B36

Funghi saprofiti7 ) Trichoderma harzianum T02

Viene di seguito riportata l’etichetta del Micosat F- Cereali:MICOSAT F CEREALI - AMMENDANTE CON INOCULI MICORRIZICI

Capitolo VII

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Indicazioni generali

Inoculo misto di radici micorrizate e triturate, contenente spore e miceli di funghi simbionti endomi-corrizici del genere Glomus (Glomus caledonium G24, Glomus coronatur G31, Glomus intraradicesG53 ), batteri della rizosfera (Pseudomonas fluorescens P28, Pseudomonas borealis-P29, Bacillussubtilis - B36) e funghi saprotrofi antagonisti (Trichoderma harzianum T02) in misura minima di 5 x106 C.F.U. / g.I funghi endomicorrizici presenti nell’ammendante sono capaci di punti formanti colonie su radicidell’ospite in percentuale minima del 30%.Il prodotto non contiene organismi geneticamente modificati ed organismi patogeni quali salmo-nella, coliformi fecali, mesofili aerobici e uova di nematodi.Nessuna precauzione è richiesta per l’uso del prodotto. Si consiglia di non usare il Micosat F inabbinamento a prodotti rameici.Il prodotto rimane attivo per almeno due anni dalla data di confezionamento.Nuovo consorzio microbiologico ottenuto dalla sperimentazione del primo anno di lavoro.Dosi d’impiego: si applica ad un dosaggio massimo di 18 litri/ha o 100 litri/ha.Modalità d’uso: si distribuisce al terreno attraverso applicazioni meccaniche in pre-semina o almomento della messa a dimora della coltura.Campo d’impiego: si applica al terreno destinato alle colture cerealicole (grano – orzo – avena –mais – riso – sorgo).Confezione: litri 10 al confezionamento.Data e numero di registrazione – M. I. P. A. F. - N. prot. 37968 Decreto 3 novembre 2004 pubblicato in G.U. n. 295 del 17 dicembre 2004 Prodotto nel proprio stabilimento da C.C.S. Aosta s.r.l.Frazione Olleyes 9 – 11020 Quart (AO)

L’inoculo si presenta come un granulato misto in polvere (con granulometria massima di 0.3 mm) eviene distribuito al momento della semina con il microgranulatore, normalmente presente nelle mac-chine seminatrici. La dose di consorzio microbiologico da distribuire per ettaro è quella normal-mente usata nelle semine di cereali con macchine dotate di microgranulatore, ossia pari a 18 l/ha. Nel suddetto inoculo è stata introdotta anche la presenza di un biosurfattante poichè uno dei prob-lemi principali della lenta biodegradazione dei PCBs è rappresentata dalla scarsa solubilità dellostesso in fase acquosa e la conseguente difficoltà di suo attacco da parte dei microrganismi. Il bio-surfattante riduce la tensione superficiale del contaminante e favorisce la metabolizzazione daparte dei microrganismi capaci di utilizzarlo come fonte di nutrimento. Il biosurfattante utilizzatonelle prove è rappresentato dalla ciclodestrina, un saccaride ciclico non riducente prodotto dal-l'azione enzimatica di microrganismi su amido parzialmente idrolizzato.Inizialmente il progettoprevedeva di applicare la fase sperimentale alla sola parcella D per caratterizzare le popolazioni dimicorrize. In corso d’opera ci si è resi conto che tali organismi che ci si aspettava avrebbero dovu-to essere normalmente e naturalmente presenti, erano scarsamente disponibili e quindi non suffi-cientemente significativi.Questo imprevisto vuoto biologico delle micorrize nel suolo ha determinato quindi la necessità diampliare la dimensione su cui effettuare la coltura sperimentale impiegando oltre alla parcella Danche la parcella E di circa 70.000 mq.In conclusione, il primo anno (campagna 2004) si è proceduto a semine sperimentali su circa75000 mq. ha a fronte di una sperimentazione prevista di circa 1400 mq.Nel secondo anno (campagna 2005) si sono mantenuti 1400 mq a parcelle sperimentali e circa 25ha seminati come parcelle applicative.Lo stesso è stato ripetuto nel terzo anno.

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Valutazione della presenza di micorrizazione

Premessa

Come noto, le piante assorbono dal terreno le sostanze nutritive loro necessarie attraverso l’ap-parato radicale. Tuttavia, le radici delle piante, per funzionare, hanno anche bisogno dei micror-ganismi della rizosfera. La radice delle piante diviene quindi un sistema complesso di coopera-zione tra organismi di differenti phyla, alcuni dei quali in grado di costituire associazioni di sim-biosi micorrizica.

Questa è un fenomeno di cooperazione tra organismi con genomi differenti (vegetali terrestri efunghi) caratterizzato da un livello d’integrazione particolarmente profondo: i due partners ela-borano una nuova struttura perfettamente individualizzabile, manifestando importanti cambia-menti nella loro fisiologia. Le simbiosi micorriziche hanno ritmato l’evoluzione della biosfera edella vita e hanno reso possibile il passaggio delle piante dalla fase acquatica a quella terrestre.Sono oggi presenti in tutti gli ecosistemi terrestri e dominano gli ecosistemi delle foreste tropi-cali.

Le piante normalmente utilizzate in agricoltura dovrebbero essere naturalmente simbionti confunghi VAM (endomicorrizici vescicolo arbuscolari) e con batteri e attinomiceti della rizosfera,cioè microrganismi aventi come nicchia ecologica la superficie della radice. Le piante e i micror-ganismi definiscono così una “simbiosi a più partners” che si è evoluta nel corso di milioni dianni al fine di ottimizzare le capacità assimilative dei vegetali. Tuttavia, come descritto nella trat-tazione dell’agrosistema, la sempre più elevata industrializzazione del lavoro agricolo tendono aportare, anno dopo anno, ad un inevitabile impoverimento del suolo e, in particolare, del suoconsorzio microbiologico. Per questo motivo, e anche in un’ottica di protezione dell’ambiente,sono auspicabili interventi di ricostituzione della popolazione microbiologica della rizosfera efavorenti la costituzione di associazioni micorriziche.

La simbiosi micorrizica, infatti, cambia la struttura dell’apparato radicale delle piante ospiti: i fun-ghi VAM e la radice formano una nuova struttura, la radice micorrizata, nella quale il micelio fun-gino sostituisce interamente i peli radicali. Come conseguenza della diversa organizzazione dellaradice e per effetto delle ife miceliari, la simbiosi micorrizica comporta vantaggi significativi:❑ Il complesso radice-fungo VAM consente un’amplificazione della superficie radicale di circa

600 volte superiore a quella della singola radice; di conseguenza, la superficie di scambiosuolo-radice risulta enormemente aumentata (1000 m di micelio per ogni metro di radice)(Plassard et al., 1997). Le micorrize offrono dunque un aumento della capacità di esplo-razione del suolo circostante arrivando anche in zone altrimenti inaccessibili alle radici dellepiante non micorrizate (Gabaye et al., 1997).

❑ Come diretta conseguenza dell’amplificazione della superficie radicale, le micorrize garan-

tiscono un’elevata capacità di resistenza agli stress idrici. Le ife fungine permettono di man-tenere il contatto suolo-radice anche in condizioni di estrema secchezza (Reid, 1978) e, gra-zie alle micorrize, le piante possono estrarre acqua dal suolo anche in condizioni di bassogradiente, altrimenti proibitive per la singola radice (Brown, 1990). Coleman et al.(1990) eGuehl et al. (1992) hanno inoltre dimostrato che la conducibilità idrica del sistema suolo-pianta è migliore nelle piante micorrizate.

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❑ I funghi VAM agiscono da intermediari sulla nutrizione minerale delle piante, secernendo nel

terreno protoni ed enzimi con proprietà destrutturate, ossi capaci di convertire gli elementiminerali dalla forma insolubile a quella solubile. Di conseguenza, le micorrize sono struttureprivilegiate per l’assorbimento e l’accumulo del fosforo e permettono alla pianta di utilizzarel’ammonio e l’azoto organico, risorse altrimenti non utilizzabili dai vegetali superiori. Questenuove possibilità di utilizzazione degli elementi minerali garantiscono alle piante micorrizatenuove capacità di adattamento alle situazioni ecologiche più varie.

❑ L’efficienza e la capacità fotosintetica sono l’elemento determinante la crescita vegetale e

quindi, in ultima analisi, la produzione. A sua volta l’efficienza fotosintetica dipende da moltifattori tra i quali rilevanti sono la disponibilità di nutrienti nel suolo, oltre ovviamente allecondizioni climatiche e alla presenza di patogeni. Le micorrize di per sé non hanno un ruolodiretto sull’efficienza fotosintetica ma, essendo in grado di influenzare positivamente lostato nutrizionale della pianta, sono in grado di agire sulla capacità fotosintetica. Studirecenti effettuati da Ramakrishnan et al. (1988) su colture di mais riportano un aumento diclorofilla -a e -b ed un incremento significativo del tasso fotosintetico (10,4%) in piantemicorrizate sottoposte a stress; riportano, inoltre, una maggiore attività in termini di fotores-pirazione nelle piante non stressate.

❑ La letteratura scientifica afferma che i funghi VAM possono ridurre gli effetti e le malattie

causati da patogeni fungini, alterando la fisiologia dell’ospite e rendendo le radici piùresistenti ai patogeni stessi. Dehne (1982) stima, in generale, una diminuzione delle patolo-gie fungine compresa tra il 55% ed il 70% di tutti i casi studiati fino al 1982; Zhao & Kuo(1988) dimostrano come i funghi VAM possano persino iperparassitare patogeni radicaliquali Rhizoctonia. I funghi VAM, ad esempio, influenzano il processo di lignificazione dellecellule radicali del pomodoro e del cetriolo aumentando la loro resistenza a Fusarium spp.(Dehne & Schonbeck., 1979), irrobustiscono con deposizioni di callosio le pareti cellularidelle radici di cipolla ostacolando lo sviluppo intercellulare di Pyrenochaeta terrestris,agente del marciume rosa (Becker, 1976). Nonostante la comprensione delle interazioniesistenti tra i funghi VAM e i funghi fitopatogeni sia ancora incompleta (è ancora oggetto didiscussione, infatti, come i VAM possano interagire con i funghi patogeni per riuscire aridurre la malattia del vegetale), il risultato è comunque di notevole rilevanza: le piantemicorrizate paiono essere meno sensibili alle malattie fungine.

Poiché i funghi simbionti sono considerati i migliori bioindicatori della salute microbiologica diun suolo è stato misurato, all’inizio del presente progetto e sia prima che dopo ogni azione spe-rimentale di micorrizazione, l’indice di micorrizazione. Esso ha permesso, inizialmente, di averela misura indiretta della fertilità biologica del suolo oggetto di studio e, nel corso delle dueannate sperimentali, di verificare il successo delle azioni di micorrizazione.

Approccio metodologico Scopo del metodo analitico proposto è valutare l’applicabilità delle tecniche di monitoraggiodella capacità dei suoli a dare origine a simbiosi micorriziche attualmente disponibili per con-tribuire alla definizione della fertilità biologica di un suolo. Il metodo INRA, proposto da Gianinazzi-Pearson et al. (1985) per la valutazione dell’infettività e

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dell’efficienza di popolazioni di funghi vescicolo-arbuscolari autoctone di suoli di diversa orig-ine, con differente potenzialità agronomica e/o con un pregresso di inquinamenti accidentali piùo meno recenti, e per l’individuazione di un range di infettività e di efficienza nell’ambito delquale poter stabilire una classificazione utile a definire le potenzialità di un suolo relativamentea questo aspetto della fertilità biologica.Nel corso del primo anno di studio, il prelievo dei campioni per la determinazione degli indici dimicorrizazione è stato effettuato in due differenti periodi, all’inizio di giugno e a fine luglio. Nelcorso di ciascun prelievo, sono stati raccolti 27 apparati radicali. E’ stato inoltre effettuato un prelievo intermedio, costituito da un solo campione per ciascunaparcella sperimentale e destinato, oltre alla determinazione dell’indice di micorrizazione,all’inoculo di piante trappola. Ad ogni frammento radicale è stata assegnata una classe di appartenenza secondo il seguenteschema:

Classe0 Assenza di infezione di micorrizazione1 Tracce di infezione2 L’infezione interessa meno del 10% della superficie del frammento3 Infezione è compresa tra l’11 e il 50% della superficie del frammento4 Infezione è compresa tra il 51 e il 90% della superficie del frammento5 Infezione interessa oltre il 90% della superficie del frammento

L’indice di micorrizazione è stato calcolato con la seguente formula:M%= (95n5 + 70n4 + 30n3 + 5n2 + n1)/Ndove n1, n2, n3, n4, n5 sono i numeri di frammenti appartenenti alle classi 1, 2, 3, 4, 5 e N ilnumero complessivo di frammenti su ciascun vetrino. Questa procedura è stata ripetuta nel corso di entrambi i prelievi.

Per quanto riguarda la semina di piante trappola per l’isolamento di propagali endomicorrizicida terreni inquinati da PCBs, gli apparati radicali di ciascuno dei sette campioni raccolti, oppor-tunamente triturati, sono stati utilizzati come inoculo per piante trappola, al fine di moltiplicare ipropaguli endomicorrizici eventualmente presenti nelle radici. A questo scopo sono stati allesti-ti due vasi di diametro superiore ai 29 cm per ciascuno dei campioni, contenenti, oltre all’inocu-lo radicale, 9 litri di terreno sterile; in ogni vaso sono stati quindi seminati cinque semi di sorgocon funzione di “pianta trappola” (piante che in virtù di un apparato radicale ampio e ramifica-to sono particolarmente suscettibili all’infezione micorrizica). Si è deciso di utilizzare comepianta trappola il sorgo in quanto si tratta di una specie di facile coltivazione ed in grado di for-mare in breve tempo un buon apparato radicale. Trascorsi 60 giorni circa dalla data di semina si è proceduto al prelievo di venti apparati radicali(uno per ogni vaso) da ciascuno dei quali sono stati selezionati in modo casuale 120 frammen-ti radicali utilizzati per la determinazione degli indici di micorrizazione secondo il protocollo giàcitato. Da ciascuno dei venti apparati sono stati ricavati tre vetrini. Nel caso di una buona micorrizazione, le radici delle piante di sorgo verranno triturate ed im-piegate come inoculo per altre piante trappola, in modo tale da propagare, incrementando inmaniera esponenziale, gli inoculi micorrizici isolati nel corso della sperimentazione.

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Risultati

PRIMA CAMPAGNA PARCELLE SPERIMENTALI – ANNO 2004I valori relativi alla micorrizazione indigena sono stati ricavati all’inizio della sperimentazionequindi inizio 2004, mentre i valori relativi alla micorrizazione inoculata si riferiscono a prelievieffettuati a fine luglio 2004.I risultati emersi dalla lettura degli indici di micorrizazione relativi agli apparati radicali di maiscoltivati nel campo inquinato da PCBs e non inoculato con micorrize nell’ambito della sperimen-tazione sono riassunti nella Tabella 1. Sono riportati i valori medi ricavati dalle letture dei vetrini.Dai dati in esame emerge, com’era prevedibile, la pressoché totale assenza di micorrizazione intutte e quattro i campioni osservati.Confrontando questi valori con quelli ricavati dai prelievi sulle parcelle sperimentali n.4 e 5, re-lativi alla stessa coltura, il mais, ed inoculati con micorrize nel corso della sperimentazioneemerge una notevole differenza, come riassunto visivamente nel grafico n 1. Ciò contribuisce asottolineare maggiormente il successo dell’introduzione delle micorrize nell’ambito della speri-mentazione. E’ anche possibile notare come i campioni di mais presenti nella parcella n.1, intesa come con-trollo e quindi non micorrizata nell’ambito della sperimentazione, presentino un indice di micor-rizazione medio leggermente superiore. Questo è probabilmente da ricondurre alla stretta vici-nanza della parcella di controllo alle parcelle micorrizate nel corso della sperimentazione; la pre-senza di micorrizazione, anche se molto scarsa, osservata è probabilmente da ricondurre alladiffusione radicale di propaguli dalle parcelle micorrizate a quelle limitrofe del controllo.

Valori medi ricavati dagli indici di micorrizazione relativi ad apparati radicali di mais coltivati inun campo inquinato da PCB e non inoculato con micorrize nel corso della sperimentazione.

Valori medi ricavati dagli indici di micorrizazione relativi ad apparati radicali di mais prelevati afine luglio. I campioni erano stati coltivati in 3 delle sette parcelle sperimentali interessate dallasperimentazione.

Tabella 7.1

Tabella dati 14.06.04(mais non micorrizato)

Riferimento prelievo % di micorrizazione medieCampione 1 0,17Campione 2 2,15Campione 3 1,04Campione 4 2,40

Tabella 7.2

Tabella 7.4 - dati 06-08-04 –mais micorrizato.

Riferimento prelievo % di micorrizazione medieParcella sperimentale n. 1 (mais, controllo) 4,94Parcella sperimentale n. 4 (mais) 47,06Parcella sperimentale n 5 (mais) 44,56

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I risultati emersi dalla lettura degli indici di micorrizazione sono riassunti nelle tabelle 1 e 2. Sonoriportati i valori ricavati dalle letture dei sei vetrini e le medie da questi ricavati.

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Tabella 7.3

Riferimento prelievo % micorrizazione valore medio

Parcella 1 (canapa) 0.07Parcella 2 (mais) 4.17Parcella 1 (soia) 1,13Parcella 2 (canapa) 14,75Parcella 3 (canapa) 11,04Parcella 4 (mais) 39,85Parcella 5 (mais) 40,88Parcella 6 (soia) 11,01Parcella 7 (soia) 18,00

Primo prelievo. Indici di micorrizazione e medie daquesti ricavate.

Tabella 7.4

Riferimento prelievo % micorrizazione

Parcella 1 (canapa) 0.21Parcella 2 (mais) 4,94Parcella 1 (soia) 2,40Parcella 2 (canapa) 27,30Parcella 3 (canapa) 16,72Parcella 4 (mais) 47,06Parcella 5 (mais) 44,56Parcella 6 (soia) 19,44Parcella 7 (soia) 19,18

Secondo prelievo. Indici di micorrizazione e medieda questi ricavate.

Grafico 7.1

Indici di micorrizazionericavati dal secondo

prelievo.

In giallo vengono rappre-sentati indici

ricavati dalla parcellan.1.

Grafico 7.2

Indici di micorrizazionericavati dal primo prelievo.In giallo vengono rap-

presentati indici ricavatidalla parcella n.1.

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1 – Allestimento parcelle sperimentali

2 – Immissioni variabili primo anno (micorrizze + agenti biosurfattanti)

3 – Operazioni agronomiche, semina delle tre specie previste canapa/mais/soja

Foto 7.1: Parcelle sperimentali

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OSSERVAZIONE MICROSCOPICA DI PORZIONI DI APPARATO RADICALE L’analisi degli apparati radicali per valutare l’intensità di micorrizazione è stata effettuata con imetodi in uso presso il Dipartimento di Biologia Vegetale dell’Università degli Studi del PiemonteOrientale Amedeo Avogadro, sede di Alessandria. Da ciascuno dei 10 campioni, costituiti da un apparato radicale con relativa zolla di terreno,sono stati selezionati in modo casuale 120 frammenti della lunghezza di circa un cm e privatidell’apice radicale. I segmenti sono stati posti in provette da 10 ml di vetro e ricoperti con unasoluzione di KOH al 10%; sono stati quindi scaldati a 60°C a bagnomaria per un tempo com-preso tra i 20 e i 40 minuti, a seconda dello spessore degli stessi. I frammenti sono stati quindisciacquati in acqua e colorati con una soluzione di Blu lattico all’ 1%. Dopo una serie di alme-no tre sciacqui in acido lattico, sono stati disposti su vetrino ed osservati al microscopio ottico.

Sono stati allestiti 3 vetrini per ciascun campione.

SECONDA CAMPAGNA PARCELLE SPERIMENTALI – ANNO 2005

Foto 7.2: Foto apparato radicale

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I primi campioni radicali sono giunti in vivaio all’inizio di giugno 2005. In data 20/06/05 gli apparati radicali sono stati trattati per la determinazione degli indici di micor-rizazione, delle parcelle sperimentali.

Per ciascun campione sono stati allestiti 3 vetrini.I risultati emersi dalla lettura degli indici di micorrizazione sono riassunti nella tabella 7.5 e visi-vamente nel grafico 7.3. Sono riportati i valori medi ricavati dalle letture dei 33 vetrini.

I secondi campioni radicali sono giunti in vivaio all’inizio di settembre 2005. In data 5/09/05 gli apparati radicali sono stati trattati per la determinazione degli indici di micor-rizazione. Per ciascun campione sono stati allestiti 3 vetrini.I risultati emersi dalla lettura degli indici di micorrizazione sono riassunti nella tabella 7.6 e visi-vamente nel grafico 7.4. Sono riportati i valori medi ricavati dalle letture dei 33 vetrini.

Tabella 7.5

Parcelle sperimentali e campi coltivatiDati 20/06/2005

Campione % micorrizazione1 bianco (mais) 13,251 bianco (patata) 4,952 (canapa) 14,013 (canapa) 22,544 (mais) 30,335 (mais) 26,946 (patata) 8,427 (patata) 14,328 (mais campi di coltivazione) 22,589 (mais campi di coltivazione) 13,39

10 (mais campi di coltivazione) 21,18

Grafico 7.3: Indici di micorrizazione ricavati dal primo prelievo. In giallo vengono rappresentatiindici ricavati dalla parcella n.1

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Grafico7.4: Indici di micorrizazione ricavati dal secondo prelievo. In giallo vengono rappresenta-

ti indici ricavati dalla parcella n.1.

Osservando gli indici di micorrizazione ricavati dai campioni radicali del secondo anno di speri-mentazione (2005), è stato possibile osservare, per le colture già presenti nell’anno precedente(2004), e quindi mais e canapa, un chiaro assestamento della micorrizazione presente a livellibuoni (percentuale di micorrizazione superiore al 20%) nei campi inoculati. Anche se a livelli leg-germente inferiori, questo accade anche per la patata, la coltura che è andata a sostituire la soianelle parcelle sperimentali 6 e 7. Per quanto riguarda la parcella di controllo (1) in cui non erano stati immessi inoculi fungini èstato possibile osservare la stessa tendenza nell’incrementare leggermente la percentuale dimicorrizazione presente rispetto a quella riscontrata nell’anno precedente, sempre attribuibilealla vicinanza delle parcelle di controllo a quelle inoculate con conseguente lenta diffusione ra-dicale dei propaguli.

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Tabella 7.6

Parcelle sperimentali e campi coltivati.Dati 06/09/2005Campione % micorrizazione1 bianco (mais) 13,241 bianco (patata) 5,702 (canapa) 13,563 (canapa) 25,984 (mais) 31,565 (mais) 25,026 (patata) 7,177 (patata) 14,238 (mais campi di coltivazione) 22,519 (mais campi di coltivazione) 24,1410 (mais campi dicoltivazione) 21,87

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TERZA CAMPAGNA PARCELLE SPERIMENTALI – ANNO 2006

Nella stagione di semina 2006 nelle parcelle sperimentali è stato testato un consorzio compo-sto in parte dai funghi simbionti della CCS AOSTA ed in parte dai funghi selezionati dal partnerpavese direttamente nel terreno di Calcio. Il consorzio era cosi formulato:Inoculo misto di radici micorrizate e triturate, contenente spore e miceli di funghi simbiontiendomicorrizici del genere Glomus (Glomus caledonium G24, Glomus coronatur G31, Glomusintraradices G53 ), batteri della rizosfera (Pseudomonas fluorescens P28, Pseudomonas sppP29, Bacillus subtilis BA 41.) e funghi saprotrofi antagonisti (Trichoderma atroviride eGliocadium viride, direttamente isolati dal partner pavese da terreno di Calcio oggetto di studio),in misura minima di 5 x 106 C.F.U. / g.Nell’anno 2006 è stato testato un lievito, Pichia pastoris, con capacità di produrre composti confunzione di biosurfattanti. Dati i buoni risultati di degradazione del PCB ottenuti in microcosmoaggiungendo ciclodestrine al suolo, si è voluta testare l’azione di un tipo diverso di biosurfat-tante direttamente prodotto in loco dal lievito.I campioni radicali sono giunti in vivaio a metà luglio 2006. In data 19/07/06 gli apparati radicali sono stati trattati per la determinazione degli indici di micor-rizazione, delle parcelle sperimentali.Per ciascun campione sono stati allestiti 3 vetrini.I risultati emersi dalla lettura degli indici di micorrizazione sono riassunti nella tabella 7.7 e visi-vamente nel grafico 7.5. Sono riportati i valori medi ricavati dalle letture dei 27 vetrini.

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Foto7.3: Sementi micorizzate

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Grafico 7.5: Indici di micorrizazione ricavati dal prelievo relativo all’anno 2006. In giallo vengo-

no rappresentati indici ricavati dalla parcella n.1.

L’analisi degli indici di micorrizazione ricavati dai campioni radicali del terzo anno di sperimen-tazione (2006) ha confermato, per quanto riguarda il mais, la tendenza ad un assestamento dellepercentuali osservate a valori uguali o superiori al 20% (valore che indica una buona micor-rizazione in situazioni di pieno campo). Stesso discorso per la canapa, anche se con valori infe-riori. La presenza di Pichia pastoris ha contribuito ad incrementare, per entrambe le colture delle par-celle 3 e 6 le percentuali di micorrizazione.

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Tabella 7.7

Parcelle sperimentali e campi coltivatiDati 20/07/06

Campione % micorrizazione1 Canapa Bianco 5,682 Canapa Micorrize 11,333 Canapa Micorrize con batteri biosurfattanti 24,564 Canapa Micorrize con ciclodestrine 18,525 Mais Giusto 29,406 Mais Micorrize con batteri biosurfattanti 35,097 Mais micorrize con ciclodestrine 20,44B1 26,45B2 22,72

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