0

I.I.S.S. “E. Medi” Galatone - Lecce

Raccolte di esercitazioni pratiche di

Laboratorio di Biologia a cura del Prof. Notaro Fernando

Programma scolastico delle quinte classi

dello Scientifico Tecnologico

Classi interessate VA e VB

a.s. 2010 2011

Insegnanti:

Prof.ssa Mazza Angela

Prof. Cecchini Marco

ITP prof. Notaro Fernando

Laboratorio di Biologia

1

Sommario OSSERVAZIONE DELLE SPUGNE ......................................................................................................................... 2

Obiettivo: Osservare la composizione interna di una spugna ....................................................................... 2

OSSERVAZIONE DEI NEMATODI ........................................................................................................................ 3

Obiettivo: Osservare i nematodi al microscopio ........................................................................................... 3

Osservazione di un calamaro e di una cozza ..................................................................................................... 4

OBIETTIVO: Osservazione di due organismi appartenenti a due classi del phila dei molluschi: cefalopode

(calamaro) e bivalvo (cozza) .......................................................................................................................... 4

Osservazione di tessuti: Connettivo, Osseo e Muscolare ................................................................................. 6

Obiettivo: Osservare e riconoscere i tessuti ..................................................................................................... 6

Il tessuto osseo .................................................................................................................................................. 8

Azione digestiva della saliva sull’amido ............................................................................................................ 9

Oggetto: La prima digestione avviene nella bocca ....................................................................................... 9

Ricerca degli zuccheri riducenti e dell’amido negli alimenti ......................................................................... 10

Descrizione dell’esperienza ......................................................................................................................... 10

Ricerca delle proteine negli alimenti ............................................................................................................... 15

Ricerca delle proteine e degli aa mediante reazione al biureto ..................................................................... 17

IL SANGUE........................................................................................................................................................ 19

Preparazione dello striscio di sangue .......................................................................................................... 19

PRELIEVO DEL SANGUE ................................................................................................................................... 20

Eritrociti ....................................................................................................................................................... 22

Piastrine ....................................................................................................................................................... 23

Leucociti ...................................................................................................................................................... 23

Dissezione del rene di maiale .......................................................................................................................... 26

Analisi delle urine ............................................................................................................................................ 27

Introduzione ................................................................................................................................................ 27

Esame fisico ..................................................................................................................................................... 28

Esame chimico ................................................................................................................................................. 28

Esame microscopico ........................................................................................................................................ 29

Osservazione di vetrini preparati sul sedimento urinario ............................................................................... 30

Obiettivo: osservare il sedimento urinario su vetrini preparati in laboratorio autorizzato ........................ 30

Test di Verica………………………………………………………………………………………………………………………………………..…..32

2

OSSERVAZIONE DELLE SPUGNE

Obiettivo: Osservare la composizione interna di una spugna

Materiale utilizzato:

Spugna

Vetrino

Bisturi

Forbicetta

Prerequisiti:

Le spugne sono organismi con dimensioni che vanno da un centimetro a due metri; si nutrono filtrando

solo acqua di mare; sono quasi tutte marine e vivono attaccate sui fondali e scogli a differente profondità.

Gli anellidi invece sono specie di vermi marini, di acqua dolce e di terra. La loro caratteristica principale è la

divisione del corpo in segmenti visibili

Procedimento: Per la preparazione dei vetrini si deve prendere uno strato sottilissimo di spugna dato che questa non è trasparente. Con l’ausilio delle forbicette e del bisturi si preleva una sottilissima parte di spugna, si mette sul vetrino e si osserva al microscopio. Nella spugna di mare si è trovato un anellide, un verme dei platelminti

1) pori inalanti 2) coanociti 3) pori esalanti Osservazione al microscopio Quello che si può vedere è la parete dell’osculo, che è molto difficile da distinguere in quanto si vede solo un ammasso di cellule e filamenti.

3

OSSERVAZIONE DEI NEMATODI

Obiettivo: Osservare i nematodi al microscopio

Materiale utilizzato:

Terra

Lampada

Imbuto di Baerman

Pipetta

Becker

Acqua

Prerequisiti: I nematodi sono piccoli vermi bianchi. Un qualsiasi pugno di terra ospita numerose specie e moltissimi esemplari di questa classe. I nematodi sono chiamati anche vermi cilindrici perché presentano un corpo cilindrico a sezione trasversale circolare. Sono sottili e lunghi e hanno un’estremità anteriore arrotondata e quella inferiore appuntita detta coda. Questi hanno poca esigenza di ossigeno animali e prendono l’ossigeno dall’ambiente esterno. Fasi operative: Prendere della terra utilizzando l’imbuto di Baerman. L’imbuto viene posto sotto una lampada e con la luce i vermi tendono ad allontanarsi e attraverso le maglie dell’imbuto vanno a cadere nell’acqua contenuta nel becker sottostante. Con l’utilizzo di una pipetta si prende il nematode presente nell’acqua. Si pone su di un vetrino per microscopio e si chiude con un vetrino copri oggetti. Osservazione al microscopio

4

OSSERVAZIONE DI UN CALAMARO E DI UNA COZZA

OBIETTIVO: Osservazione di due organismi appartenenti a due classi del phila dei

molluschi: cefalopode (calamaro) e bivalvo (cozza)

MATERIALE UTILIZZATO: Bisturi, Guanti di lattice, piano di dissezione, forbicine, spilli e coltello

ORGANISMI OSSERVATI: Calamaro (una seppia sarebbe più indicata per la dissezione) e cozza

Disegno:

PREREQUISITI TEORICI: Il phylum Mollusco rappresenta uno dei numerosi phyla esistenti in

natura, sia per numero di individui rappresentati nel phyla sia per il numero di classi che questo

comprende. Essi sono animali a simmetria bilaterale e possiedono un corpo molle generalmente

protetto da una conchiglia (nella classe dei cefalopodi di cui si parlerà in seguito, la conchiglia ha

avuto un processo evolutivo che l’ha fatta diventare molto più piccola e interna al corpo). Abitano

ambienti terrestri e acque dolci, ma soprattutto vivono in mare in prossimità dei fondali.

La maggior parte dei molluschi possiede una struttura corporea comune che la rende riconoscibile:

in un generico mollusco, si possono individuare una testa in cui si apre la bocca e hanno sede gli

organi di senso, un piede cioè una massa muscolare adibita al movimento dell’animale e una massa

viscerale, che contiene gli organi ben sviluppati della digestione avvolta e protetta da un mantello

che secerne la conchiglia.

Ad eccezione della classe dei bivalvi, i molluschi ricavano il loro nutrimento dall’ambiente

circostante raschiando il fondo marino per ricavare pezzetti di alghe o altre sostanze nutritive:

proprio a questo scopo, questi molluschi hanno sviluppato un organo che si trova nella parte

terminale della bocca che prende il nome di radula.

Come già detto il phyla dei molluschi comprende numerose classi tra cui le più importanti sono.

1. BIVALVI: che prendono il nome dalla caratteristica di avere due conchiglie che

racchiudono il corpo (con una struttura muscolare, il piede per il movimento)

mantello

Valva

5

2. GASTEROPODI: così chiamati per la doppia funzionalità del piede, sia come parte

motoria che come “contenitore” dei principali organi per la digestione

3. CEFALOPODI: il cui cervello è contenuto nella parte inferiore del corpo che adempie

anche alla funzione di movimento.

Per questa esperienza sono stati presi in esame un calamaro per la classe dei cefalopodi e una cozza

di mare per la classe dei bivalvi.

CALAMARO

La massa corporea del calamaro è racchiusa all’interno del mantello, che presenta una sorta di

pinna lungo ogni lato. Al di sotto del mantello si può riconoscere la testa del calamaro avente otto

braccia e due lunghi tentacoli, tutti dotati di ventosa lungo i margini. La bocca si trova al centro

della braccia ed è dotata di un “becco” di natura proteica che ha lo scopo di uccidere e spezzettare

le prede; in fondo alla bocca si può distinguere la radula.

Gli occhi, invece, sono posti esteriormente alla testa, su entrambi i lati, e sono molto simili a quelli

degli organismi invertebrati. Proprio sotto i bracci si può distinguere un tubicino trasparente che

costituisce il principale mezzo di locomozione dei cefalopodi, il sifone, che è un meccanismo a

propulsione permette piccoli spostamenti in tempi brevissimi.

FASI OPERATIVE E OSSERVAZIONI DI UN CALAMARO

Prima di tutto bisogna preparare un PIANO DI DISSEZIONE su cui procedere e operare senza il rischio

di sporcare e per poter tenere aperto il calamaro. Posato sul piano, con un bisturi o con una forbice

da cucina, si taglia longitudinalmente il mantello del calamaro in modo tale da poter osservare la

massa viscerale. Si nota subito come il capo (testa) del calamaro trovi prosecuzione nella massa

viscerale che è sorretta da una struttura semirigida che sorregge tutto il corpo e che deriva da una

rudimentale conchiglia (gladio o penna).

Dall’alto verso il basso si nota: una struttura tubolare gialla che dovrebbe essere l’ectopancreas e il

fegato, un canale rossastro (esofago) che sale fino ad una sacca anch’essa rossa cioè lo stomaco,

dopo di che il cibo sale ancora verso l’intestino cieco per la digestione completa, infine il bolo

raggiunge il fegato dove viene assorbito.

All’altezza dell’esofago si possono notare tre piccole strutture verdi, cioè i tre cuori dell’animale

(due branchiali e uno sistemico): i reni sono difficili da identificare e si allungano dal cuore verso il

fegato.

COZZA (prerequisiti e osservazioni)

La massa viscerale di una cozza è protetta da due conchiglie (valve) principalmente composte da

CaCO3 e si presentano esternamente di colore nero o nero-viola con sottili cerchi di accrescimento

radiali e concentrici verso la parte appuntita, invece internamente, si presenta di colore

madreperlaceo con una superficie liscia.Le due valve sono tenute insieme da una cerniera con tre –

quattro dentelli. La forma è grossolanamente con il margine valvare arrotondato da un lato e

appuntito dall’altro. Una volta aperto, il mollusco, mostra il mantello che contiene tutti gli organi

interni, tra cui quelli riproduttivi.

6

OSSERVAZIONE DI TESSUTI: CONNETTIVO, OSSEO E MUSCOLARE

OBIETTIVO: OSSERVARE E RICONOSCERE I TESSUTI: connettivo, osseo e muscolare tramite l’esame al

microscopio ottico di vetrini per esami istologici pre-preparati con un ingrandimento 4 e 10X (40x

per il tessuto muscolare

Materiale utilizzato:

Microscopio ottico

Vetrini per esami istologici

Disegno

7

PREREQUISITI: Le cellule del corpo umano sono organizzate secondo strutture gerarchiche ben

precise: più cellule che adempiono alla medesima funzione formano un TESSUTO. Differenti tipi

di tessuto coordinati nello svolgimento delle loro attività formano gli ORGANI. Questi a loro volta

possono considerarsi tra loro in modo tale da svolgere le più importanti funzioni dell’organismo.

Nonostante vi siano nel corpo umano circa 200 tipi di cellule, queste sono raggruppate solo in 4 tipi

di tessuto: connettivo, muscolare, nervoso ed epiteliale.

Il tessuto epiteliale è quel tessuto che ricopre la superficie esterna del corpo e di tutti gli organi,

canali e cavità interne in modo tale da proteggerli. Tenute assieme da particolari strutture come le

giunzioni occludenti e i desmosoni (simili alle giunzioni comunicanti delle cellule vegetali) le

cellule del tessuto epiteliale costituiscono un resistente involucro dell’organismo che non permette

il passaggio di sostanze all’interno dell’organismo tra le varie cellule epiteliali.

Il tessuto muscolare è il responsabile di ogni movimento, volontario o involontario del corpo

umano. La sua caratteristica è quella di riuscire a scontrarsi grazie all’interazione di sue catene

proteiche: la miosina e l’actina. Il reciproco avvicinamento di queste due proteine fa si che la

cellula muscolare riduca le proprie dimensioni e il reciproco allontanamento permette invece il

processo opposto.

A seconda se sono presenti all’interno delle cellule muscolari dei “depositi” di actina e miosina, il

muscolo si divide in: muscolo striato o scheletrico (caratteristiche sono infatti le sue striature),

muscolo cardiaco e muscolo liscio.

Il tessuto connettivo ha invece il compito di sostenere e proteggere gli altri tipi di tessuti. Le cellule

del tessuto connettivo sono immerse in una sostanza detta “matrice” e dei canali permettono la loro

comunicazione. Il tessuto nervoso permette invece il controllo dell’organismo tramite impulsi

elettrochimici.

FASI OPERATIVE (OSSERVAZIONI)

Le osservazioni che si potranno effettuare dopo aver posto un vetrino per esame istologico (vetrino

preparato in laboratorio d’analisi in cui dopo una biopsia vengono prelevate parti di tessuto che

s’intende esaminare tramite uno strumento detto Microtomo) sul microscopio, sono relative al

“Disegno”

8

IL TESSUTO OSSEO

Materiale occorrente:

1. Un osso di coscia di pollo

2. Seghetto per ferro (per tagliare a piccoli cilindri l’osso)

3. HCl 2M

4. Becher

5. Lametta nuova (o comunque affilatissima)

6. Pinzette

7. Blu di metilene sec. Loffler

8. Microscopio (tutto l’occorrente per microscopia)

9. Scatola di Petri

Procedimento:

1. Prelevare l’osso dalla coscia del pollo e privarlo della carne, della cartilagine,dei tendini;

lavarlo e sgrassarlo bene con acqua calda e detersivo;

2. Tagliare alcuni cilindretti di circa 2 cm usando il seghetto per il ferro;

3. Porre in acqua calda e detersivo, liberare dal midollo, sciacquare ben bene e mettere in un

becker con HCl 2M;

4. Chiudere il becher con il coperchio di una scatola Petri, o con pellicola trasparente e

lasciare agire l’acido per 3 ore. Trascorso il tempo l’osso sarà decalcificato e si presenterà

morbido al tatto, tanto che i cilindretti si schiacceranno al semplice contatto;

5. Togliere i pezzi dall’acido e, con le pinze e la lametta aprire con un taglio verticale;

6. Stendere i pezzi aperti sul fondo di una scatola Petri, con la lametta tagliare strisce

sottilissime di tessuto. Si consiglia di scartare il primo taglio di solito rovinato dalla

seghetta;

7. Procedere alla colorazione con blu di metilene sec. Loffler: deporre le sezioni sottilissime

appena tagliate sul portaoggetti su cui si trova una goccia di colorante, coprire col copri

oggetti e attendere circa 5 minuti prima di passare all’osservazione:

Osservazione

9

AZIONE DIGESTIVA DELLA SALIVA SULL’AMIDO

Oggetto: La prima digestione avviene nella bocca

Un importante zucchero complesso polisaccaride è l'amido. Per vedere l'amido contenuto in molti

cibi che noi mangiamo tutti i giorni, come ad esempio: la pasta, il pane, la polenta, le patate...,

Materiale occorrente:

provetta + 2cc di saliva

2 provette (una di queste con 1cc di amido al 2% per provetta di saliva) con 2cc amido al

2%

Una patata

Reattivo di Lugol

Procedimento:

1. Prova: Si sbuccia la patata, si taglia a pezzettini e si

mette nel frullatore con un po’ d’acqua e si frulla. Il

succo che esce si preleva con una pipetta e si mette in

una provetta. Si preleva con una pipetta pasteur una

goccia di succo di patata e si osserva al microscopio

l’amido come da figura. Successivamente si versa

nella provetta un cc di acqua e saliva, si agita e si

osserverà al microscopio una diminuzione dell’amido.

2. Prova: Riscaldiamo a bagnomaria le due provette per circa 20 m. a 40°C. Aggiungiamo

alle provette il lugol.

Risultati:

Nella provetta con solo amido si determina una colorazione blu in

presenza di tintura di iodio.

Nell’altra con la saliva, l’amido è stato trasformato in zuccheri più semplici

e non si registra la colorazione blu.

Si può verificare , mettendo nella 2° provetta il liquido di Feeling che rivela

con una colorazione rosso-arancione la presenza degli zuccheri semplici che

si sono formati dopo l’azione della ptialina della saliva.

10

RICERCA DEGLI ZUCCHERI RIDUCENTI E DELL’AMIDO NEGLI ALIMENTI

Descrizione dell’esperienza

Per questa esperienza abbiamo utilizzato due reattivi:

Il reattivo di Feeling A (solfato di rame, che dà alla soluzione un colore azzurro) e feeling

B (soluzione di tartrato di potassio). Il solfato di rame, in presenza di zuccheri, forma un

precipitato di colore rosso mattone. Questo test funziona solo per gli zuccheri riducenti.

Appartengono a questa categoria quasi tutti gli zuccheri ad eccezione del saccarosio.

Il reattivo di Lugol, per ricercare la presenza di amido (a-amilosio) in campioni organici.

Infatti, in presenza di tintura di iodio (di colore marrone), la soluzione contenente amidi

assume una colorazione viola scuro.

Materiale occorrente:

- Provette numerate - Portaprovette - Bacchetta di vetro per mescolare - reattivo Fehling - acqua - vari alimenti - contagocce - coltello - mortaio con pestello - fornello - treppiede e reticella - becher - omogeneizzatore (o un frullatore)

Reattivi :

Feeling A (solfato di rame, che dà alla soluzione un colore azzurro)

Feeling B (soluzione di tartrato di potassio).

Reattivo di Lugol

Campioni:

1. Patata;

2. Cipolla;

3. Farina;

4. Zucchero di canna;

5. Latte;

6. Fruttosio

11

7. Saliva + farina;

8. Saccarosio;

9. Acqua

Procedimento:

La preparazione dei campioni da analizzare viene effettuata preparando delle soluzioni. Per la

patata e la cipolla si eseguono delle fasi di preparazione differenti; la patata si deve sbucciare,

tagliare a pezzettini e mettere nel frullatore con un po’ d’acqua e frullare. Il succo che esce si

preleva con una pipetta e si mette in una provetta numerata, già sistemata nel porta provette. La

cipolla si deve sbucciare e tagliare a pezzettini, frullarla e il succo prelevato con una pipetta viene

versato in un’altra provetta numerata.

Tutti i campioni così preparati vengono sistemati in un porta provette e numerati.

1. Prova con il reattivo di Lugol.

Si prepara un altro porta provette dove vengono sistemate 8 nuove provette e numerate secondo la

numerazione delle soluzioni già preparate. Si prepara inoltre, una soluzione che chiameremo

bianco formata da solo acqua. Versare in ogni provetta 1ml di soluzione da analizzare e 1 ml di

reattivo di Lugol.

Si osserva una variazione di colore (formazione di colore blu) rispetto al bianco, vuol dire che

l’alimento contiene amido.

Risultati:

ALIMENTO

COLORAZIONE

dopo l’aggiunta del reattivo di Lugol

POSITIVO NEGATIVO

Patata Blu si

Cipolla Giallo si

Farina Blu si

Zucchero di canna Giallo si

Latte Giallo si

Fruttosio Giallo si

Farina + Saliva Giallo - Blu si si

Saccarosio Giallo si

Bianco ---------------- --------------------- si

Spiegazione dei risultati

Il reattivo di Lugol è una soluzione utilizzata nei laboratori di biologia come colorante per marcare alcune

strutture cellulari durante l'osservazione microscopica o per il riconoscimento della presenza di amido.

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Composizione: Il reattivo di Lugol è una soluzione acquosa di iodio e ioduro di potassio di colore

marrone chiaro, inodore. In soluzione le molecole di KI (ioduro di potassio) si dissociano e l'anione

I- tende a reagire con lo iodio elementare secondo la reazione:

I2 + KI --> I3- + K

+

Preparazione della soluzione: Essa si prepara facendo sciogliere 20 grammi di KI in 100 ml di

acqua distillata e aggiungendo 10 grammi di Iodio cristallino; la soluzione madre così ottenuta

viene quindi diluita in ragione di 1:4 in acqua distillata per ottenere la soluzione di lavoro.

Comunque, servendo spesso come colorante istologico o reattivo per analisi qualitative, nella

pratica di laboratorio esiste una certa variabilità nella quantità delle sostanze componenti. I fumi di

tale reattivo sono velenosi e non devono essere inalati: per la sua preparazione occorre perciò

lavorare sotto la cappa aspirante.

Dal punto di vista del rischio per la salute si ricorda che il reattivo di Lugol è:

- Nocivo per inalazione

- Nocivo a contatto con la pelle

- Altamente tossico per gli organismi acquatici.

Reattività con l'amido: L'amido è formato di due specie molecolari, l'amilosio e l'amilopectina.

Lo ione I3- tende a complessarsi con l'amilosio, legandosi alla parte interna della catena elicoidale

dello stesso, e alterando le proprietà fisiche del polisaccaride. Il complesso risultante assorbe la

luce, producendo una decisa colorazione verso il blu scuro; tale viraggio quindi non dipende da una

reazione chimica. Questo assorbimento dello iodio alla catena è reversibile, per cui con il

riscaldamento il colore sparisce.

OSSERVAZIONI

Con il reattivo di Lugol notiamo che solo la patata e la farina sono positive e quindi contengono

l’amido. Si osserva che la farina + la saliva in laboratorio ha dato un risultato a metà; dove la saliva

si è mescolata con la farina la colorazione aveva una colorazione gialla per effetto dell’enzima

Amilasi, dove la saliva non si era mescolata con la farina la colorazione era blu indice della

presenza dell’amido

2. Prova con il reattivo di Feeling

Si prepara un altro porta provette dove vengono sistemate 8 nuove provette e numerate secondo la

numerazione delle soluzioni già preparate. Anche qui si prepara una soluzione che chiameremo

bianco formata da solo acqua. Versare in ogni provetta 1ml di soluzione da analizzare e 1 ml di

reattivo di feeling A e Feeling B. Le provette vengono poste a bagno maria in un becker e

riscaldate su piastra elettrica.

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ALIMENTO

COLORAZIONE

Con Feeling A e B a freddo

COLORAZIONE

Con Feeling A e B a caldo

POSITIVO NEGATIVO

Patata Azzurro Azzurro si

Cipolla Azzurro Rosso si

Farina Azzurro Azzurro si

Zucchero di canna Azzurro Azzurro si

Latte Azzurro Rosso si

Fruttosio Azzurro Rosso si

Farina + Saliva Azzurro Rosso - Blu si si

Saccarosio Azzurro Azzurro si

Bianco ---------------- -------------- --------------------- si

Spiegazione dei risultati ottenuti dall’esperienza

Molti alimenti, di origine sia vegetale che animale, contengono zuccheri, semplici o complessi.La

presenza di zuccheri negli alimenti può essere facilmente dimostrata ricorrendo alla reazione di

Fehling, per questo scopo occorre innanzitutto preparare i due reattivi chiamati Fehling A e Fehling

B.

Reattivo di Fehling A: in 100 cc di acqua distillata o deionizzata

si sciolgono 7 grammi di solfato di rame (CuSO4), questo è un

sale di colore blu, facilmente reperibile in quanto molto usato in

agricoltura e giardinaggio.

Reattivo di Fehling B: in 80 cc di acqua distillata calda si

sciolgono 34 grammi di sale di Seignette (tartrato doppio di sodio

e potassio, reperibile in farmacia) e 12 grammi di idrossido di

sodio (NaOH, la comune soda caustica utilizzata anche per sturare

lavandini ingorgati), si lascia raffreddare la soluzione e poi si

aggiunge acqua sino a 100 cc.

Le due soluzioni vanno conservate separatamente, al momento dell'uso si mescolano in parti uguali

nella quantità necessaria per l'esperienza, la miscela delle due soluzioni, che ha un colore blu

intenso, deve essere utilizzata entro non più di 20-30

minuti dalla preparazione.

Per effettuare la prova si pone in una provetta 1 cc

del liquido in cui si vuol evidenziare la presenza di

zuccheri e si aggiungono 2 cc della miscela

preparata. Si scalda il tutto alla fiamma per alcuni

secondi. In presenza di zuccheri il liquido acquisterà

una colorazione variabile tra il giallo-uovo, l'arancio

ed il rosso mattone, lasciando a riposo la provetta

per un po' di tempo il colore si depositerà sul fondo

sotto forma di un precipitato insolubile di composti di rame.

14

La reazione

Si aggiungono in quantità uguali i due reattivi che insieme costituiscono il “reattivo di Feeling”

(soluzione di solfato di rame e soluzione di carbonato di potassio)

Riscaldando la provetta contenente zuccheri a bagnomaria si vede che questa cambia colore

passando prima al giallo, poi all’arancio, e infine al rosso mattone: questo perché il glucosio riduce

il rame , trasformandolo in ossido rameoso, Cu2O. (Cu 2+ Cu +), Quest’ultimo rimane per

un certo tempo sospeso nella soluzione; quando lasciato raffreddare, si deposita lentamente sul

fondo. Questa reazione è caratteristica del gruppo carbonilico. Questo saggio viene utilizzato per

riconoscere la presenza di monosaccaridi.

Come confronto si può ripetere il test sulla soluzione d’amido di partenza (controllo negativo) e su

una soluzione di glucosio (controllo positivo).

Gli ioni rameici ossidano a ione carbossilato il gruppo carbonilico delle aldeidi e degli zuccheri

riducenti e contemporaneamente si riducono a ossido rameoso:

Nota: La reazione di Fehling, riferita ad un monosaccaride generico è:

Il test viene condotto a caldo in un bagnomaria bollente: un'aldeide o uno zucchero riducente determinano

la formazione di un precipitato che può apparire rosso, giallo oppure verde a seconda della quantità di

ossido rameoso che si è formata; nel contempo si osservano variazioni anche del colore della

soluzione.Questo test dà risultato negativo per il saccarosio. Il saccarosio è infatti uno zucchero non

riducente.Il saccarosio, disaccaride, è formato da una molecola di glucosio e da una di fruttosio legate con

legame -1,2-diglicosidico; per questo non vi sono più gruppi carbonilici liberi con capacità riducenti. Di

conseguenza , né il fruttosio né il glucosio presenti nel saccarosio hanno un gruppo emiacetalico, e non vi è

equilibrio con forme aldeidiche.

15

RICERCA DELLE PROTEINE NEGLI ALIMENTI

Campioni alimentari vengono pestati con l’acqua e l’estratto è poi saggiato col reattivo

del biureto.

Materiale occorrente:

1. Becker da 500 ml;

2. Carta assorbente;

3. Cilindro da 100 ml;

4. Mortaio con pestello

5. Parafilm;

6. Pennarello indelebile;

7. Pipetta di precisione da 1ml, 5ml e 10ml;

8. Porta provette;

9. Provette;

10. Spatola;

11. Spruzzetta.

Reattivi:

Reattivo al Biureto.

Strumentazione:

Bilancia

Campione:

10. Amido di patata;

11. Bianco d’uovo;

12. Carne bianca;

13. Cipolla;

14. Fagioli;

15. Latte;

16. Mela

Reagenti Preparazione

Reattivo al Biureto Si prepara sciogliendo 1,5 g di solfato di rame penta idrato

(CuSO4*5H2O) e 6g di tartrato di sodio e potassio in 500 ml di H2O

distillata. La soluzione ottenuta deve essere unita a 300ml di

idrossido di sodio (NaOH) al 10%. Il tutto va portato a volume di 1

litro. Il reattivo così preparato rimane stabile per qualche mese.

16

Metodica

1. Utilizzare provette pulite per ogni campione. Pestello e mortaio vanno puliti attentamente

fra una prova e l’altra. Contrassegnare tante provette quanti i campioni da saggiare;

2. Pestare in un mortaio4-5 grammi di un campione alimentare con circa 10ml di acqua. Se il

campione è liquido versarne 5ml in provetta;

3. Versare il miscuglio (5ml) in una provetta pulita. Ripetere l’operazione per ogni campione;

4. Aggiungere in ogni provetta 1ml di soluzione di idrossido di sodio (NaOH) e poi 1ml di

soluzione di solfato di rame diluito rimescolando il contenuto;

5. Attendere qualche secondo prima di procedere all’analisi dei risultati.

Tabella dei risultati

Campione Colore

(dopo l’aggiunta del reattivo)

Interpretazione dei risultati

Amido di patata

Bianco d’uovo

Carne bianca

Cipolla

Fagioli

Latte

Mela

Conclusioni sintetiche

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RICERCA DELLE PROTEINE E DEGLI AA MEDIANTE REAZIONE AL BIURETO

Il reattivo al Biureto interagisce con i legami peptidici e, perciò reagirà con le proteine, per

esempio l’albumina, ma non reagirà con gli amminoacidi liberi, come l’alanina e la glicina. Il

biureto in soluzione è di colore blu chiaro ( per la presenza del solfato di rame), ma in presenza di

proteine vira al violetto.

Altri tipi di molecole possono causare un cambiamento di colore del biureto, ma solo il violetto

indica la presenza di polipeptiti.

Materiale occorrente:

12. Becker da 500 ml;

13. Carta assorbente;

14. Cilindro da 100 ml;

15. Parafilm;

16. Pennarello indelebile;

17. Pipetta di precisione da 1ml;

18. Porta provette;

19. Provette;

20. Puntali blu per micro pipetta;

21. Spatola;

22. Spruzzetta.

Reattivi:

Reattivo al Biureto.

Strumentazione:

Bilancia

Campione:

17. Albumina d’uovo al 6%;

18. Amido di patata al 2%;

19. Soluzione di glucosio al 6%;

20. Latte

18

Preparazione dei reagenti e delle soluzioni:

Reagenti Preparazione

Reattivo al Biureto Si prepara sciogliendo 1,5 g di solfato di rame penta idrato

(CuSO4*5H2O) e 6g di tartrato di sodio e potassio in 500 ml di H2O

distillata. La soluzione ottenuta deve essere unita a 300ml di

idrossido di sodio (NaOH) al 10%. Il tutto va portato a volume di 1

litro. Il reattivo così preparato rimane stabile per qualche mese.

Albumina d’uovo al 6%

Soluzione di glucosio al 6%

Amido di patata al 2%

Portare all’ebollizione 900 ml di acqua distillata; dopo aver sciolto

20 g di amido di patata (fecola) in 100ml di acqua distillata, versare

lentamente questa soluzione nei 900ml di acqua bollente. Portare

tutto a ebollizione, mescolando, e lasciar raffreddare, coprendo il

contenitore con della carta stagnola

Metodica

6. Preparare una serie di 5 provette e numerarle da 1 a 5 con il pennarello;

7. Aggiungere in ciascuna provetta 2ml di una delle soluzioni a disposizione per la prova;

8. Aggiungere in ogni provetta con una pipetta graduata o con una micro pipetta, circa 2 ml di

reattivo al biureto;

9. Mescolare il reattivo e la soluzione agitando bene ciascuna provetta;

10. Annotare dopo 2 minuti nella tabella qualsiasi cambiamento di colore abbia luogo a

stabilire se la soluzione considerata contiene proteine.

Tabella dei risultati

Campione Colore dopo 2 minuti Presenza(+) o assenza (-) di

proteine

Acqua distillata

Albumina d’uovo al 6%

Amido di patata al 2%

Soluzione di glucosio

Latte

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IL SANGUE

Il sangue è formato da una sospensione di cellule speciali in un liquido chiamato plasma. In un

uomo adulto, il sangue costituisce circa 1/12 del peso corporeo e corrisponde a 5-6 litri. Il 55 % del

sangue è costituito da plasma, il 45 % da cellule chiamate anche elementi figurati. Il sangue

svolge numerose ed importanti funzioni. Per mezzo dell'emoglobina contenuta negli eritrociti, esso

trasporta l'ossigeno ai vari tessuti e ne preleva l'anidride carbonica (CO2). Esso trasporta sostanze

nutritive (amminoacidi, zuccheri, sali minerali) e raccoglie le particelle escrete che verranno

eliminate attraverso il filtro renale. Il sangue trasporta inoltre ormoni, enzimi e vitamine. Esso

presiede anche alla difesa dell'organismo attraverso l'azione di fagocitosi da parte dei leucociti, il

potere battericida del siero e mediante la risposta immunitaria di cui sono protagonisti i linfociti.

Il plasma

Il siero libero da cellule, o plasma, può essere ottenuto per centrifugazione. Il plasma è un fluido

leggermente alcalino, con caratteristico colore giallino, costituito per il 90 % da acqua e per il 10 %

da sostanza secca. Nove parti di questa sono costituite da sostanze organiche, mentre una parte è

costituita da minerali. Le sostanze organiche del plasma sono formate da glucidi (glucosio), lipidi

(colesterolo, trigliceridi, fosfolipidi, lecitina, grassi), proteine (globuline, albumine, fibrinogeno),

glicoproteine, ormoni (gonadotropine, eritropoietina, trombopoietina), amminoacidi e vitamine. Le

sostanze minerali sono dissolte sotto forma ionica, cioè dissociate in ioni positivi e negativi.

Preparazione dello striscio di sangue

Materiale occorrente:

- ago sterilizzato

- 20 vetrini portaoggetti puliti

- coprioggetti puliti

- balsamo del Canadà o altro medium per preparati permanenti

- alcool etilico o metilico a 95°

- acqua distillata

- colorante Giemsa

- recipienti bassi (si possono preparare anche con foglio di alluminio)

- microscopio con almeno 200 ingrandimenti

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PRELIEVO DEL SANGUE

Il sangue si preleva nei laboratori di analisi autorizzati. Utilizzando un ago sterilizzato, si punge il

polpastrello.

ESECUZIONE DELLO STRISCIO

Si deposita una piccola goccia di sangue

vicino all'estremità destra di un vetrino.

Come mostrato dalla figura 7,

avvicinatevi alla goccia con un secondo

vetrino, finchè essa aderirà e si disporrà

per capillarità lungo tutto lo spigolo.

L'angolo fra i due vetrini deve essere di

30-40 gradi. Quindi muovete il vetrino

inclinato verso sinistra con un

movimento costante e rapido, in modo da

realizzare lo striscio.

Lo striscio dovrebbe coprire circa la

metà del vetrino. E' importante che la

quantità di sangue non sia eccessiva,

altrimenti i globuli rossi possono nascondere i leucociti. Se riuscite a realizzare una graduale

transizione nello spessore dello striscio, dovreste ottenere una zona con una soddisfacente

distribuzione delle cellule. Una goccia di sangue può essere utilizzata per numerosi strisci, infatti,

per realizzare uno striscio è sufficiente lasciare sul vetrino una macchia di sangue di circa 3 mm di

diametro. E' molto utile fare più strisci, infatti non sempre essi riescono bene, e con diversi

tentativi, è più facile averne uno riuscito in modo soddisfacente.

Per evitare la formazione di coaguli, ciascuno striscio deve essere effettuato con sangue fresco e

subito dopo averlo depositato. A tale scopo, è bene farsi aiutare da un'altra persona. In modo che

mentre una deposita il sangue, l'altra effettua gli strisci. Osservate al microscopio gli strisci per

verificare che alcuni siano riusciti correttamente, altrimenti fatene degli altri. I globuli rossi non

devono essere sovrapposti nè troppo scarsi da risultare isolati e troppo distanti fra loro.

Una volta eseguito correttamente, si fa asciugare rapidamente lo striscio di sangue all'aria e si

procede alla colorazione.

Le colorazioni utilizzate sono modificazioni della colorazione dì base di Romanowsky e utilizzano

coloranti post -vitali perchè agiscono sulle cellule fissate.

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Si utilizzano due coloranti, uno acido che si fissa alle componenti basiche (citoplasma) ed uno

basico che si fissa alle componenti acide della cellula (acidi nucleici e nucleoproteine).

May Grunwald Giemsa richiede 30' ma è ottima per la differenziazione degli elementi

cellulari

PROCEDIMENTO:

si utilizza la il colorante May Grunwald, con cui sì copre il vetrino e si lascia agire per 5'

si diluisce con acqua tamponata (circa 1:2) e si lascia per altri 5"

si elimina il colorante

si copre i! vetrino con una soluzione di Giemsa (1 /2Q in acqua tamponata) e si lascia agire

per 20'

si sciacqua con acqua tamponata (KH2PO4 5.47 g/L + Na2HP04 3.8 g/L)

si lascia asciugare il vetrino tenendolo quasi in verticale sul lato corto

MONTAGGIO COPRIOGGETTI

A questo punto, il vostro striscio è pronto per l'osservazione, ma se volete conservarlo a lungo,

dovete trasformarlo in un preparato permanente. A tale scopo, dopo aver lasciato asciugare il

vetrino, fate cadere sullo striscio una goccia di balsamo del Canadà o di un analogo liquido di

montaggio. Se il balsamo dovesse essere un po' troppo viscoso, potete riscaldare leggermente (non

oltre 40 °C) il vetrino per favorire lo scorrimento del balsamo tra i vetrini.

L'ESAME MICROSCOPICO

L'esame al microscopio dello striscio di sangue va fatto in due tempi:

prima bisogna osservare il vetrino a piccolo ingrandimento (oculare 10x ed obiettivo 20x)

per valutare la qualità dello striscio, la distribuzione cellulare e la presenza di aggregati

piastrinici

poi, scelta una zona dove gli eritrociti formano uno strato uniforme, si passa

all'osservazione a forte ingrandimento {oculare 10x ed obiettivo 100x ad immersione).

OSSERVAZIONE

Un ingrandimento di 200 volte è sufficiente per osservare e identificare i differenti tipi di cellula.

Tuttavia, un ingrandimento superiore vi permette di osservare meglio le cellule nei loro dettagli.

Potete osservare subito lo striscio usando sia obiettivi a secco che ad immersione. In questo ultimo

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caso, se avete montato un coprioggetti, dovete aspettare almeno un giorno perchè il balsamo si sia

un po' asciugato, altrimenti quando muoverete il vetrino l'olio farà spostare il coprioggetti.

Per i vari tipi cellulari è possibile osservare: RBC

variazioni di volume: micro- normo- macro-citosi

variazioni di colore: ìpo- ramno-cromia (non si parla dì ipercromia perché il colore è dato

dalla concentrazione dell'Hgb e questa non può superare il limite dato dalla cellula)

variazioni di forma: poichilocitosi

distribuzione: isolati, impilati, agglutinati

anormalità: policromasia (RBC bluastri}, reticolociti, nucleati, corpi di Howell Jolly, Corpi

di Heinz, parassiti

WBC

stima numerica: leucopenia - leucocitosi

variazioni di volume

aspetto del citoplasma: colore, quantità rispetto al nudeo, granuli (corpi di Dohle,

formazioni tondeggianti grigio-blu nei neutrofili), corpi inclusi (parassiti, batteri)

aspetto del nucleo: forma, colore, struttura della cromatina e dei nucleoli

conteggio differenziate

PLT

stima numerica: adeguata, inadeguata, aumentata. Per stima adeguata si indica la presenza

di 7-20 piastrine per campo.

variazioni di volume macropiastrine

presenza di aggregati piastrinici

Eritrociti

Gli eritrociti sono le cellule più numerose del sangue: circa 4-6 milioni /mm3. Essi sono chiamati

anche emazie, oppure globuli rossi. Nell'uomo e in tutti i mammiferi,

gli eritrociti sono privi di nucleo e hanno la forma di una lente

biconcava. Negli altri vertebrati (pesci, anfibi, rettili e uccelli), essi

possiedono il nucleo. I globuli rossi sono ricchi di emoglobina, una

proteina capace di legarsi in modo labile all'ossigeno. Quindi, queste

cellule sono incaricate di rifornire di ossigeno i tessuti e in parte

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di recuperare l'anidride carbonica che essi producono come scarto. La maggior parte della CO2

è tuttavia trasportata dal plasma, sotto forma di carbonati in soluzione. Nei globuli rossi dei

mammiferi, la mancanza del nucleo lascia più spazio all'emoglobina e la forma biconcava aumenta

il rapporto tra la superficie e il volume citoplasmatico della cellula. Queste caratteristiche rendono

più efficiente la diffusione dell'ossigeno da parte di queste cellule.

Piastrine

La principale funzione delle piastrine, o trombociti, è di fermare la perdita di sangue nelle

ferite (emostasi). A tale scopo, esse si aggregano e liberano fattori che promuovono la coagulazione del

sangue. Fra queste c'è la serotonina che riduce il calibro dei vasi lesionati e rallenta il flusso ematico, la

fibrina che intrappola cellule e forma il coagulo. Anche se appaiono di forma tondeggiante, le piastrine non

sono propriamente delle cellule. Negli strisci colorati con il Giemsa, hanno un colore porpora intenso. Il

loro diametro è di circa 2-3 µm, quindi sono assai più piccole degli eritrociti. La loro densità nel sangue è di

200000-300000 /mm3.

Leucociti

A differenza dei globuli rossi, i leucociti hanno il nucleo. Esso risulta ben visibile al microscopio

dopo la colorazione dello striscio. Il nucleo di queste cellule può presentare lobature multiple, o

essere indentato o reniforme. La forma del nucleo dei vari tipi di leucocita è generalmente diversa,

insieme alla diversa colorazione dei granuli, ci aiuta al riconoscimento di queste cellule.

I leucociti, o globuli bianchi, sono incaricati della difesa dell'organismo. Nel sangue essi sono

assai meno numerosi dei globuli rossi. La densità di leucociti nel sangue è di 5000-7000 /mm3. I

leucociti si dividono in due categorie: granulociti e cellule linfoidi (o agranulociti). Il termine di

granulociti è dovuto alla presenza di granuli nel citoplasma di queste cellule. Questi granuli sono

differenti nei vari tipi di granulocita e ci aiutano a distinguerli. Infatti, questi granuli hanno una

differente affinità verso i coloranti neutri, acidi o basici e fanno assumere al citoplasma un colore

differente. I granulociti si distinguono dunque in neutrofili, eosinofili (o acidofili), basofili. Le

cellule linfoidi, invece, si distinguono in linfociti e monociti. Come vedremo più avanti, anche la

forma del nucleo ci aiuta nel riconoscimento dei leucociti.

Ciascun tipo di leucocita è presente nel sangue in proporzioni diverse:

granulocita neutrofilo 50 - 70 %

granulocita eosinofilo 2 - 4 %

granulocita basofilo 0,5 - 1 %

linfocita 20 - 40 %

monocita 3 - 8 %

I neutrofili sono molto attivi nel fagocitare batteri e sono presenti

in grandi quantità nel pus delle ferite. Purtroppo, queste cellule

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non sono capaci di rinnovare i lisosomi utilizzati nel digerire i microbi e muoiono dopo averne

fagocitati alcuni

Gli eosinofili aggrediscono parassiti e fagocitano i complessi

antigene-anticorpo.

I basofili secernono sostanze anticoagulanti, vasodilatatrici come

l'istamina e la serotonina. Anche se possiedono capacità

fagocitaria, la loro funzione principale è quella di secernere

sostanze che mediano la reazione di ipersensibilità.

I linfociti sono cellule che, oltre a essere presenti del sangue,

popolano gli organi e i tessuti linfoidi, nonchè la linfa che circola

nei vasi linfatici. Gli organi linfoidi comprendono il timo, il

midollo osseo (negli uccelli la bursa), la milza, i linfonodi, le

tonsille palatine, le placche di Peyer e il tessuto linfoide dei tratti

respiratorio e digerente.

La maggior parte dei linfociti circolanti nel sangue si trova allo stato di riposo. Essi hanno l'aspetto

di piccole cellule con nucleo compatto che occupa quasi tutto il volume cellulare. Di conseguenza,

il citoplasma è molto ridotto. I linfociti degli organi e dei tessuti linfoidi possono invece essere

attivati in varia misura a seguito della stimolazione antigenica. Nel sangue, i linfociti rappresentano

il 20-40% di tutti i leucociti e possiedono una dimensione leggermente superiore a quella dei

globuli rossi. I linfociti sono i costituenti principali del sistema immunitario che costituisce una

difesa contro l'attacco di microrganismi patogeni quali virus, batteri, funghi e protisti. I linfociti

producono anticorpi e li dispongono sulla membrana. Un anticorpo è una molecola proteica in

grado di legarsi a una molecola di forma complementare, definita come antigene, e di riconoscerla.

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Struttura di un rene di maiale Materiale occorrente

— Reni di maiale

— Bisturi

— Pinzette

— Ago da dissezione

— Bacinella a bordo basso

— Guanti da chirurgo

Struttura del rene I reni sono organi di enorme importanza come regolatori dell'omeostasi dell'intero organismo.

Essi hanno la funzione di depurare il sangue dai prodotti del catabolismo azotato (urea ed acido

urico) e di mantenere costante la composizione del sangue eliminando varie sostanze che vi si

trovassero eventualmente in eccesso. Inoltre mantengono l'equilibrio idrico e dei sali minerali, e

di conseguenza controllano volume e pressione del sangue; regolano il pH, uno spostamento

troppo ampio del quale, in un senso o nell'altro, sarebbe mortale. Non ultime vanno ricordate la

stimolazione dell'emopoiesi tramite l'eritro- poietina e l'azione fondamentale sulla biosintesi della

vitamina D.

Il flusso del sangue attraverso ciascun rene è di circa 600-650 cc al minuto. Inoltre, come

dispositivo naturale di sicurezza, essi hanno una capacità circa due volte superiore a quella che

occorre per mantenere l'organismo in buona salute. Perciò, quando diviene necessaria

l'asportazione di un rene malato, quello che rimane compie agevolmente un lavoro doppio.

Ireni, rispetto agli altri organi addominali, hanno ima posizione arretrata; infatti entrambi sono

posti ai lati della spina dorsale, all'altezza delle ultime costole. Essi sono a forma di fagiolo e,

nella concavità rivolta verso l'interno, si trova l'ilo, attraverso il quale passano i vasi renali e

l'uretere. Il

rene definitivo

non presenta

più la

metameria

embrionale,

anche se nel

neonato ne ha

ancora qualche

traccia nella

lobatura

esterna.

Fig. 41.3 - Glomerulo di Malpighi visto al microscopio elettronico una volta rimossa la capsula di Bowmann. Fig. 41.2 - Struttura del rene. 1 Capsula fibrosa, 2 Zona corticale, 3 Piramidi di Malpighi (zona midollare), 4 Colonne di Bertin, 5

Uretere, 6 Bacinetto renale, 7 Calici renali maggiori, 8 Apici delle piramidi, 9 Calici renali minori.

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DISSEZIONE DEL RENE DI MAIALE Materiale occorrente

1. Reni di maiale

2. Bisturi

3. Pinzette

4. Ago da dissezione

5. Bacinella a bordo basso

6. Guanti da chirurgo

Fig.1 – Rene integro in cui si nota la zona dell’ilo.

Nella concavità rivolta verso l’interno, si trova l’ilo,

attraverso il quale passano i vasi renali e l’uretere

Fig. 2 – Sezione del rene in cui si vedono

gli apici delle piramidi di Malpighi che si

“affacciano sui calici renali

Fig. 3 – Sezione del rene in cui si vede il bacinetto renale e

l’imbocco dell’uretere

Esecuzione

1) Osservazione del rene integro.

2) Dopo aver infilato i guanti, aprire a metà il

rene praticando l’incisione lungo il borgo

(Fig.2). Eseguire il lavoro nell’apposita

bacinella. Osservare accuratamente la

struttura interna

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ANALISI DELLE URINE

Introduzione

L'urina è il liquido prodotto dai reni per eliminare dall'organismo i prodotti di scarto e l'eccesso di

acqua. L'emissione di urina viene definita diuresi. L’esame delle urine permette di diagnosticare

disfunzioni a carico dei reni, ma anche per vari disordini cardiaci, epatici e metabolici.

Come si esegue

Ci sono due tipi diversi di raccolta dell'urina, a seconda del tipo di esame da eseguire: il campione

estemporaneo consiste nella raccolta delle prime urine del mattino; il campione temporizzato,

invece, raccoglie le urine emesse nell'arco di 24 ore

L'urina va raccolta e conservata in appositi contenitori sterili dopo aver eseguito un'accurata igiene

dei genitali, soprattutto per le donne, che dovrebbero astenersi durante il periodo mestruale.

Per una corretta analisi, il campione estemporaneo deve essere raccolto da non più di due ore,

mentre il campione temporizzato va conservato in frigorifero per tutta la durata della raccolta.

Materiale occorrente:

1. Striscette colorate;

2. Soluzione da analizzare;

3. Provette da centrifuga;

4. Carta assorbente;

5. Densimetro da 1000mg/l a 1100 mg/l;

6. Cilindro graduato da 500ml;

7. Porta provette;

8. Pipette Pasteur;

Preparazione della soluzione che simula la composizione dell’urina:

In un matraccio da un litro si versano circa 800 - 900 ml di acqua distillata vengono sciolte un poco

sostanze che potrebbero trovarsi nelle urine ( albumina, un po’ di sangue proveniente da una fettina

di manzo, glucosio ecc)

Procedimento:

Si pone nel porta provette una provetta da centrifuga. Con la pipetta Pasteur si preleva la soluzione

da analizzare e si riempie la provetta in modo tale che tutti i reattivi posti sulla striscetta siano

immersi nel liquido in esame. Si immerge la striscetta e dopo un secondo si leva e si poggia sulla

carta assorbente. Dopo un paio di secondi si osservano i cambiamenti di colore che sono avvenuti.

Si riempie il cilindro graduato, s’immerge il densimetro per aver un confronto tra il valore della

densità misurato e quello trovato sulla striscetta

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I colori relativi ai singoli reattivi posti sulle striscette sono così identificati:

1 Bianco Leucocidi Leucocidi Negativo

2 Verde scuro Peso specifico Peso specifico 1,005 mg/l

3 Arancione PH PH 5

4 Bianco Nitriti Risultato dell’analisi → Nitriti Negativo

5 Giallo Sangue Sangue 3,00

6 Giallino Proteine Proteine 30

7 Giallo Glucosio Glucosio ≥ 1000

8 Bianco Chetoni Chetoni 3+

9 Grigio Urobilinogeno Urobilinogeno Negativo

10 Beige Bilirubina Bilirubina Negativo

L’analisi delle urine è suddivisa in tre esami:

ESAME FISICO

Volume: in un adulto varia da 1200 a 1500 ml nell'arco delle 24 ore. Un aumento del volume delle

urine può essere dovuto all'assunzione di diuretici, patologie renali croniche, diabete; una

diminuzione a disidratazione o a patologie renali.

Colore: in condizioni normali l'urina ha un colore giallo-paglierino o ambra. Diventa giallo oro in

caso di assunzione di antibiotici o vitamine; giallo-arancio quando c'è un eccesso di urobilinogeno;

marrone per la presenza di bilirubina; rosso limpido per la presenza di emoglobina, mioglobina o

porfirine; rosso torbido per la presenza di sangue o di urati; bruno-nerastro per la presenza di

metaemoglobina, alcaptonuria, melanina; blu-verde per la presenza di indacani o in seguito ad

infezione da pseudomonas. L'assunzione di alcuni alimenti o farmaci può modificare il colore

dell'urina.

Aspetto: in condizioni normali l'urina è trasparente. E' torbida in presenza di carbonati, fosfati,

acido urico, proteine, globuli bianchi, batteri, spermatozoi; è lattescente in caso di piuria; può

contenere precipitati per presenza di fosfati e urati.

Odore: le urine possono odorare di ammoniaca in caso di infezione batterica.

Peso specifico: è compreso tra 1010 e 1030; una diminuzione è segno di insufficienza renale

cronica.

ESAME CHIMICO

pH: varia da 5,5 e 7,5; può arrivare a 4,5 in caso di dieta a base di carne o a 8,0 in chi segue una

dieta vegetariana.

Glucosio: deve restare al di sotto di 150 mg/L; se la glicemia supera i 180 mg/L si ha glicosuria.

Proteine: deve essere inferiore a 15 mg/dL; in gravidanza può raggiungere anche i 50 mg/dL. La

proteinuria patologica può essere minima (0,5 g/L) nella calcolosi renale, nel rene policistico e

nella glomerulonefrite cronica; moderata (da 0,5 a 4 g/L) nella nefropatia diabetica, nella

glomerulonefrite cronica o acuta, nella sindrome nefrosica e nel mieloma multiplo; è grave

(superiore a 4g/L) nella glomerulonefrite acuta, nel lupus eritematoso e nella sindrome nefrosica.

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Emoglobina: in condizioni normali è assente; indica presenza di sangue nelle urine.

Corpi chetonici: la loro presenza si può riscontrare nelle donne in gravidanza, nei bambini in

seguito ad episodi febbrili o in presenza di diabete mellito.

Bilirubina: sostanza di colore giallo-rosso prodotta dalla scissione dell’emoglobina, pigmento

rosso presente nei globuli rossi del sangue. In condizioni normali dovrebbe essere assente; la sua

presenza indica danno epatico, carcinoma del pancreas, epatiti virali o ittero.

Urobilinogeno: in condizioni normali non supera i 0,2 mg/dL; un aumento indica danno epatico,

emolisi o stipsi; una diminuzione si verifica in caso di ostruzione biliare, transito intestinale

accelerato o assunzione di antibiotici.

ESAME MICROSCOPICO

Ematuria: la presenza occasionale di globuli rossi può essere dovuta ad intenso sforzo fisico, forti

stati emozionali o esposizione a basse temperature; in caso di persistenza, è necessario eseguire

un'urografia.

Leucocituria: la presenza di leucociti indica un processo infiammatorio o infettivo (cistite, uretrite,

calcolosi renale, pielonefrite, cancro alla vescica).

Cilindruria: i cilindri sono agglomerati di proteine e di altri elementi che si formano nei tubuli

renali. La loro presenza può indicare disfunzioni renali.

Sali e cristalli: se in forte quantità, possono indicare una calcolosi renale.

Calcoli: sono indice di ipercalciuria idiopatica, iperparatiroidismo o iperossaluria (sali di calcio).

Conta di Addas: in condizioni normali, nel corso di 24 ore vengono eliminati con le urine 1

milione di globuli rossi, 2 milioni di globuli bianchi e fino a 10mila cilindri ialini.

Valori standard

Colore Giallo

Aspetto Limpido

pH 5,5-7,5

Glucosio <10 mg/dL

Proteine <15 mg/dL

Emoglobina Assente

Corpi chetonici Assenti

Bilirubina Assente

Urobilinogeno <0,20 mg/dL

Leucociti Assenti

Peso specifico 1010-1030

L’esame delle urine può dare risultati diversi da

quelli standard, ma non significa necessariamente

che sia dovuto ad una malattia: è importante non

allarmarsi e far valutare i risultati delle analisi da

un medico.

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OSSERVAZIONE DI VETRINI PREPARATI SUL SEDIMENTO URINARIO

Obiettivo: osservare il sedimento urinario su vetrini preparati in laboratorio

autorizzato

Il sedimento urinario è una parte fondamentale dell'esame delle urine. Per ottenere un campione

idoneo per lo studio del sedimento urinario si utilizzano 5-10 mL di urine che vengono versati in

una provetta da centrifuga a fondo conico; il campione deve essere centrifugato per 10 minuti a

velocità moderata, in genere una velocità compresa fra 1.000 e 1.200 rpm, infatti una velocità

maggiore potrebbe distruggere gli elementi più fragili, in particolare i cilindri, perdendo

interessanti elementi per una corretta interpretazione. Dopo la centrifugazione, è necessario

eliminare accuratamente il sovranatante e si risospende, agitando delicatamente, il sedimento in

modo da non danneggiare gli elementi presenti. A questo punto, il sedimento risospeso può essere

osservato direttamente o dopo opportuna colorazione. In entrambi i casi, una piccola goccia del

campione viene posta al di sopra di un vetrino portaoggetto che si copre poi con un

vetrino coprioggetto, evitando la formazione di bolle, oppure possono essere utilizzati appositi

vetrini con camere a spessore costante. L'osservazione microscopica inizia utilizzando un basso

ingrandimento (100 x) questo permette di visualizzare campi microscopici abbastanza ampi,

consentendo una visione di insieme del preparato; successivamente si utilizza un maggior

ingrandimento (400 x) osservando numerosi campi microscopici per poter effettuare il

riconoscimento e la conta degli elementi presenti. Nel referto, normalmente, viene riportata

l'indicazione del numero medio di elementi presenti in alcuni campi microscopici esaminati a forte

ingrandimento (in genere 400 x).

L’esame microscopico del sedimento urinario si esegue sulla parte che si deposita in fondo alla

provetta dopo la centrifugazione. Permette di evidenziare la presenza di leucociti (globuli bianchi),

eritrociti (globuli rossi), cellule epiteliali, cristalli, cilindri, batteri e miceti.

> Leucociti

La presenza di globuli bianchi nelle urine, se superano il valore di riferimento, è un indice

aspecifico di infezione alle vie urinarie e renali.

> Eritrociti I globuli rossi normalmente devono essere assenti nell’urina o in quantità modeste: la presenza è

detta ematuria.

> Cellule epiteliali

La presenza di poche cellule epiteliali nelle urine è rappresentata dal normale ricambio cellulare

dell’epitelio che riveste le vie urinarie.

> Cristalli

Sono spesso presenti nelle urine anche in assenza di quadri patologici. I più comuni cristalli a pH

basico sono: i fosfati amorfi (precipitazioni fini), il fosfato di calcio (di forma prismatica), i fosfati

tripli, il carbonato di calcio (di forma sferica). I più comuni a pH acido sono: i cristalli di acido

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urico, gli urati amorfi, l’ossalato di calcio. Tra i cristalli rilevabili in corso di stati patologici vi

sono: la leucina (di colore giallastro e aspetto oleoso), la cistina (lamine incolori), la tiroxina (aghi

di colore giallastro), i cristalli di sulfadiazina.

> Cilindri

Sono agglomerati di proteine o cellule che si formano nei tubuli renali. Normalmente non presenti,

la loro presenza indica una sofferenza renale. La loro composizione è indice di diverse disfunzioni

renali.

> Batteri e miceti

In condizioni normali l’urina è sterile. La presenza di batteri (associata a leucociti) può indicare

un’infezione delle alte o basse vie urinarie. I miceti si riscontrano spesso in soggetti

immunodepressi, diabetici o sottoposti a terapia antibiotica. Il più comune è la Candida. Quando

sono presenti batteri o funghi, associati a leucociti, l’esame verrà integrato da urinocoltura.

Le informazioni contenute nella tabella sono a carattere informativo, divulgativo, e non devono essere in

alcun modo usate per diagnosi su se stessi o altri, non per scopo terapeutico, non per automedicazione.

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Test di Verifica