CORSO DI LAUREA IN SCIENZE IN SCIENZE E TECNOLOGIE ... · Il corso si articola in 64 h di lezione...

CORSO DI LAUREA IN SCIENZE IN SCIENZE E TECNOLOGIE

BIOLOGICHE --F002-

PROGRAMMI DEGLI INSEGNAMENTI A.A. 2014/2015

INSEGNAMENTI I ANNO

Studenti immatricolati nell'a.a. 2014/15

CHIMICA GENERALE ED INORGANICA SCV0004

Docente: ALESSANDRO FUMAGALLI

CFU SSD LEZIONI ESERCITAZIONI ANNO LINGUA

6 CHIM/03 40 12 I Italiano

Obiettivi dell’insegnamento e risultati di apprendimento attesi

Acquisizione di competenze teoriche e operative con riferimento alle leggi fondamentali della chimica.

Acquisizione di competenze applicative con riferimento al bilanciamento di reazioni, calcoli stechiometrici e risoluzione di semplici problemi sugli acidi-basi

Acquisizione di consapevole autonomia di giudizio con riferimento alla valutazione e interpretazione critica di dati sperimentali chimici e chimico-fisici.

Acquisizione di adeguate competenze e strumenti per la comunicazione con riferimento all’ottenimento, elaborazione e presentazione dati.

Acquisizione di adeguate capacità per lo sviluppo e l’approfondimento di ulteriori competenze con riferimento a un solido apprendimento delle nozioni di base per una successiva autonoma acquisizione di conoscenze superiori, e per un aggiornamento continuo.

Prerequisiti Il corso inizia con elementari nozioni di base e non richiede alcuna precedente conoscenza chimica. Contenuti e programma del corso La materia - Stati di aggregazione, atomi e composti. Tavola Periodica. Nomenclatura chimica inorganica. Quantità chimiche – Mole e masse molari. Formule minima/bruta/molecolare e loro determinazione. Concentrazioni (M, m, %), densità delle soluzioni e calcoli relativi. Reazioni chimiche - Precipitazione, acido-base, redox. Bilanciamento delle reazioni, in particolare delle redox, e calcoli stechiometrici relativi: rese, reagente limitante. Stato aeriforme – Leggi dei gas ideali (PV = nRT) miscele e pressioni parziali. Gas reali e vapori. Termochimica – Eso- endo-termia, entalpia di reazione e dei passaggi di stato, ΔH° e ΔH°formaz, legge di Hess. Struttura elettronica dell’atomo - Orbitali atomici e loro connessione con la Tavola Periodica, proprietà periodiche degli elementi. Legame chimico - Ionico e covalente (ottetto di Lewis ed eccezioni), risonanza, elettronegatività. Geometria molecolare (VSEPR), polarità delle molecole. Liquidi e solidi - Forze coesive, interazioni di van der Waals e legame d’idrogeno. Densità, viscosità e tensione superficiale nei liquidi. Solidi amorfi e cristallini: cristalli molecolari, ionici, reticolari, metallici. Transizioni di fase, Pvap, diagrammi di stato P-T, T critica come discriminante fra gas e vapori.

http://www3.uninsubria.it/pls/uninsubria/uninsubria_docenti.h_preview?id_doc=P000177

Soluzioni - Interazioni solvente-soluto, solubilità. ΔHsoluz e ΔHidrat. Proprietà colligative, osmosi, fattore correttivo di van’t Hoff. Equilibrio Chimico – Legge di azione di massa: Keq. Sistemi omogenei ed eterogenei, principio di Le Chatelier-Braun sul “ricollocamento” di un equilibrio turbato. Acidi, Basi e Sali in acqua – Teoria di Brønsted-Lowry, coppie coniugate acido-base. Kw, pH e pOH. Acidi e basi deboli, Ka e Kb. Forza degli ossiacidi, approssimazione degli acidi poliprotici. Calcolo del pH di acidi/basi forti e deboli. pH dei Sali. Le soluzioni tampone. Titolazioni e indicatori. Termodinamica chimica - 1° e 2°principio, reazioni spontanee ed entropia S, energia libera di Gibbs ΔG, ΔG0. Elettrochimica – semi-reazioni e pile, potenziali standard di riduzione, relazione ΔE ΔG, Nernst. Cinetica chimica - Velocità e ordine di reazione, energia di attivazione, complessi attivati, catalisi. Chimica degli elementi - Cenni nel contesto generale delle lezioni. Tipologia delle attività didattiche Le lezioni frontali (40 ore) sono alternate ad esercitazioni (12 ore) in sincronia con lo svolgimento del programma e consistenti in applicazioni delle nozioni teoriche. Se possibile saranno organizzati anche “tutorials” (2 ore x 6-10 settimane) affidati a esercitatori qualificati e a partecipazione libera. Testi e materiale didattico È comunque necessario l’ausilio di un testo di livello universitario (assolutamente sconsigliati libri delle superiori). Il testo raccomandato è: Martin S. Silberberg “Chimica", 2a ed. - McGraw-Hill. Valide alternative sono: P. Atkins, L. Jones “Principi di Chimica", 2a ed. – Zanichelli. Dispense, copia delle slides, vecchi testi d’esame con risoluzione ed eventuali altri sussidi didattici sono a disposizione dello studente sul sito e-learning Modalità di verifica dell’apprendimento La verifica dell’apprendimento consiste in una prova scritta basata sulla risoluzione di tipici problemi stechiometrici e relativi a redox, acidi-basi, geometrie molecolari (20/30), integrati da una Scheda con 10 domande a risposta multipla su tutto il programma (10/30); solo se sufficiente (≥ 18/30), ammette all’orale. La prova orale consiste in una discussione della prova scritta ed una esposizione ragionata di argomenti scelti fra i principali del corso. Il voto finale è opportunamente mediato fra scritto e orale. Orario di ricevimento Alla fine di ogni lezione o nello studio del docente (lunedì-venerdì) previo appuntamento concordato via e-mail E-mail o telefono al numero 0332/421548.

CITOLOGIA E ISTOLOGIA SCV0205

Docente: GIOVANNI BERNARDINI

CFU SSD LEZIONI LABORATORIO ANNO LINGUA

9 BIO/06 64 16 I Italiano


Conoscenze e competenze: Il corso si propone di fornire allo studente le conoscenze e le abilità minime necessarie per comprendere la cellula animale nei suoi aspetti morfologici e funzionali; capire come le cosiddette “molecole della vita” si organizzano in modo sempre più complesso fino a costituire gli organuli subcellulari e quindi la cellula stessa. Nella seconda parte del corso lo studente dovrà acquisire le conoscenze che portano le singole cellule ad organizzarsi nei tessuti biologici fondamentali.

Capacità applicative: Lo studente dovrà essere in grado di utilizzare un microscopio ottico, riconoscere e descrivere, dal punto di vista morfologico, un preparato istologico al microscopio ottico o elettronico.

http://elearning2.uninsubria.it/

mailto:[email protected]

http://www4.uninsubria.it/on-line/home/rubrica/home-page-docente.html?P1_m=P000130

Autonomia di giudizio: La frequenza al corso e al laboratorio di microscopia permetterà allo studente di riconoscere tessuti biologici a livello microscopico.

Abilità nella comunicazione: Durante il corso lo studente incontrerà numerosi termini specialistici e ne apprenderà il significato e l'importanza del loro uso in modo appropriato. L'acquisizione di una terminologia rigorosa gli sarà di sostegno anche per gli insegnamenti successivi.

Capacità di apprendere: il corso è uno dei più impegnativi del primo anno. Lo studente non deve avere fretta di assimilarne i contenuti. Lo studio deve essere costante finalizzato alla capacità di costituire collegamenti tra i diversi argomenti trattati.

Prerequisiti

Nessuno. Il corso non tiene conto di informazioni di biologia eventualmente acquisiti nel corso di studi secondari superiori.

Contenuti e programma del corso

LA CELLULA ANIMALE

- I componenti chimici delle cellule, legami e interazioni col sistema solvente. - Le macromolecole biologiche (zuccheri, aminoacidi e proteine, lipidi e acidi nucleici). - Dal DNA alle proteine (trascrizione e traduzione). - La struttura delle citomembrane: cenni storici, organizzazione nel mosaico fluido di tutte le componenti (proteine e le diverse classi di lipidi). - Il citoscheletro: actina, microtubuli e filamenti intermedi. Processo di polimerizzazione, depolimerizzazione e funzioni delle tre componenti. - I compartimenti cellulari e le loro funzioni (nucleo, sistema endomembranoso, mitocondri). - Approvvigionamento e utilizzo dell’energia con cenni di termodinamica. - Destinazione delle proteine cellulari (sorting), esocitosi ed endocitosi - La divisione cellulare delle cellule somatiche (mitosi) e di quelle germinali (meiosi).

I TESSUTI BIOLOGICI

- Tessuto epiteliale, le sue specializzazioni apicali (ciglia e flagelli) e le sue specializzazioni basolaterali (giunzioni occludenti, aderenti, comunicanti) - Tessuto epiteliale ghiandolare: ghiandole esocrine, ectodermiche e endodermiche e accenno alle mesodermiche. Cenni sulle ghiandole endocrine. - Tessuti connettivi propriamente detti e specializzati (cartilagine, osso, sangue e midollo emopoietico). - Milza e linfonodi con cenni di immunologia. - Tessuto muscolare liscio, cardiaco e scheletrico, contrazione muscolare. - Tessuto nervoso: organizzazione funzionale, i neuroni e il trasporto assonico; le sinapsi; le cellule della glia, la mielinizzazione - Microscopia ottica ed elettronica e preparazione dei campioni biologici.

ESERCITAZIONI: OSSERVAZIONE DI PREPARATI ISTOLOGICI

epiteli di rivestimento epiteli ghiandolari tessuti connettivi propriamente detti tessuto cartilagineo tessuto osseo compatto e spugnoso tessuto adiposo sangue tessuto linfoide tessuti muscolare striato scheletrico

tessuto muscolare striato cardiaco tessuto muscolare liscio. tessuto nervoso prove di riconoscimento in cieco

Tipologia delle attività didattiche

Il corso si articola in 64 h di lezione frontali, durante le quali lo studente viene anche preparato ad affrontale le 16h di laboratorio. La parte di laboratorio prevede l’utilizzo del microscopio ottico per l’osservazione di preparati istologici. Alla fine del corso lo studente acquisisce la capacità di riconoscere preparati istologici.

Testi e materiale didattico

All’inizio del corso vengono consigliati agli studenti diversi libri di testo (alcuni dei quali con argomenti approfonditi sul sito WEB della casa Editrice).

Le diapositive presentate a lezione sono disponibili sulla piattaforma e-learning).

Modalità di verifica dell’apprendimento

La verifica delle conoscenze viene condotta mediante una prova pratica durante la quale lo studente dovrà descrivere un preparato istologico (di quelli proposti durante il laboratorio di microscopia). Il superamento di tale prova, che ha validità di 1 anno, permette allo studente di accedere alla prova finale orale, durante al quale, partendo da un’immagine proiettata a lezione, o presente su un libro di testo, dovrà dimostrare di riconoscerne il contesto tessutale, le caratteristiche morfologiche e la/le funzioni biologiche. Il mancato riconoscimento di 2 o 3 (in funzione della difficoltà) immagini è sufficiente ad attribuire una valutazione negativa alla prova.

CITOLOGIA E ISTOLOGIA

SCV0205

Docente: ROSALBA GORNATI


9 BIO/06 64 16 I Italiano

Obiettivi dell’insegnamento e risultati di apprendimento attesi Conoscenze e competenze: Il corso si propone di fornire allo studente le conoscenze e le abilità minime necessarie per comprendere la cellula animale nei suoi aspetti morfologici e funzionali; capire come le cosiddette “molecole della vita” si organizzano in modo sempre più complesso fino a costituire gli organuli subcellulari e quindi la cellula stessa. Nella seconda parte del corso lo studente dovrà acquisire le conoscenze che portano le singole cellule ad organizzarsi nei tessuti biologici fondamentali. Capacità applicative: Lo studente dovrà essere in grado di utilizzare un microscopio ottico, riconoscere e descrivere, dal punto di vista morfologico, un preparato istologico al microscopio ottico o elettronico. Autonomia di giudizio: La frequenza al corso e al laboratorio di microscopia permetterà allo studente di riconoscere tessuti biologici a livello microscopico. Abilità nella comunicazione: Durante il corso lo studente incontrerà numerosi termini specialistici e ne apprenderà il significato e l'importanza del loro uso in modo appropriato. L'acquisizione di una terminologia rigorosa gli sarà di sostegno anche per gli insegnamenti successivi. Capacità di apprendere: il corso è uno dei più impegnativi del primo anno. Lo studente non deve avere fretta di assimilarne i contenuti. Lo studio deve essere costante finalizzato alla capacità di costituire collegamenti tra i diversi argomenti trattati. Prerequisiti Nessuno. Il corso non tiene conto di informazioni di biologia eventualmente acquisiti nel corso di studi secondari superiori.



LA CELLULA ANIMALE

I componenti chimici delle cellule, legami e interazioni col sistema solvente.

Le macromolecole biologiche (zuccheri, aminoacidi e proteine, lipidi e acidi nucleici).

Dal DNA alle proteine (trascrizione e traduzione).

La struttura delle citomembrane: cenni storici, organizzazione nel mosaico fluido di tutte le componenti (proteine e le diverse classi di lipidi).

Il citoscheletro: actina, microtubuli e filamenti intermedi. Processo di polimerizzazione, depolimerizzazione e funzioni delle tre componenti.

I compartimenti cellulari e le loro funzioni (nucleo, sistema endomembranoso, mitocondri).

Approvvigionamento e utilizzo dell’energia con cenni di termodinamica.

Destinazione delle proteine cellulari (sorting), esocitosi ed endocitosi

La divisione cellulare delle cellule somatiche (mitosi) e di quelle germinali (meiosi).

I TESSUTI BIOLOGICI

Tessuto epiteliale, le sue specializzazioni apicali (ciglia e flagelli) e le sue specializzazioni basolaterali (giunzioni occludenti, aderenti, comunicanti)

Tessuto epiteliale ghiandolare: ghiandole esocrine, ectodermiche e endodermiche e accenno alle mesodermiche. Cenni sulle ghiandole endocrine.

Tessuti connettivi propriamente detti e specializzati (cartilagine, osso, sangue e midollo emopoietico).

Milza e linfonodi con cenni di immunologia.

Tessuto muscolare liscio, cardiaco e scheletrico, contrazione muscolare.

Tessuto nervoso: organizzazione funzionale, i neuroni e il trasporto assonico; le sinapsi; le cellule della glia, la mielinizzazione

Microscopia ottica ed elettronica e preparazione dei campioni biologici.

ESERCITAZIONI: OSSERVAZIONE DI PREPARATI ISTOLOGICI

epiteli di rivestimento

epiteli ghiandolari

tessuti connettivi propriamente detti

tessuto cartilagineo

tessuto osseo compatto e spugnoso

tessuto adiposo

sangue

tessuto linfoide

tessuti muscolare, striato e scheletrico

tessuto muscolare striato cardiaco

tessuto muscolare liscio.

tessuto nervoso

prove di riconoscimento in cieco Tipologia delle attività didattiche Il corso si articola in 64 h di lezione frontali, durante le quali lo studente viene anche preparato ad affrontale le 16h di laboratorio. La parte di laboratorio prevede l’utilizzo del microscopio ottico per l’osservazione di preparati istologici. Alla fine del corso lo studente acquisisce la capacità di riconoscere preparati istologici. Testi e materiale didattico All’inizio del corso vengono consigliati agli studenti diversi libri di testo (alcuni dei quali con

argomenti approfonditi sul sito WEB della casa Editrice). Le diapositive presentate a lezione sono disponibili sulla piattaforma e-learning Modalità di verifica dell’apprendimento La verifica delle conoscenze viene condotta mediante una prova pratica durante la quale lo studente dovrà descrivere un preparato istologico (di quelli proposti durante il laboratorio di microscopia). Il superamento di tale prova, che ha validità di 1 anno, permette allo studente di accedere alla prova finale orale, durante al quale, partendo da un’immagine proiettata a lezione, o presente su un libro di testo, dovrà dimostrare di riconoscerne il contesto tessutale, le caratteristiche morfologiche e la/le funzioni biologiche. Il mancato riconoscimento di 2 o 3 (in funzione della difficoltà) immagini è sufficiente ad attribuire una valutazione negativa alla prova. Orario di ricevimento 2h settimanali fissate all’inizio di ogni anno accademico; o previo appuntamento via e-mail E-mail

MATEMATICA E BASI DI INFORMATICA E STATISTICA SCV0009

Docente: MAURIZIO MOZZANICA


9 MAT/05 48 36 I Italiano

Obiettivi dell’insegnamento e risultati di apprendimento attesi L’obiettivo del corso è fornire le basi necessarie per la comprensione analitica degli aspetti di base dei fenomeni scientifici e in particolare biologici, mediante l’acquisizione dei metodi di base dell'analisi matematica, dell'algebra lineare e della statistica. Al termine del corso lo studente sarà in grado di utilizzare lo strumento matematico-statistico per modellare fenomeni biologici e per comprendere a livello molecolare nei loro aspetti termodinamici, cinetici, elettromagnetici ecc., processi biologici come la catalisi enzimatica e la trasmissione elettrochimica dei segnali. Sarà inoltre in possesso delle conoscenze necessarie per una corretta lettura dei dati sperimentali e per una corretta comprensione degli andamenti dei fenomeni. Prerequisiti Nessuno Contenuti e programma del corso Insiemi e logica matematica. Relazioni e funzioni. Funzioni elementari e proprietà delle funzioni. Limiti e continuità. Calcolo differenziale ed integrale. Studi di funzione. Elementi di base di algebra lineare: vettori e matrici. Elementi di base di probabilità e statistica. Basi di informatica con uso di applicativi matematici e fogli di calcolo. Tipologia delle attività didattiche Lezioni frontali. Sono previste anche 36 ore di esercitazione in aula con esercizi specifici per la preparazione della verifica finale Testi e materiale didattico Il testo consigliato è Benedetto, Degli Esposti, Maffei - "Matematica per le scienze della vita" - Casa Editrice Ambrosiana. Slides delle lezioni e materiale aggiuntivo sono disponibili nella piattaforma e-learning Modalità di verifica dell’apprendimento L'esame consta di due parti:

1. ESAME SCRITTO: 4 esercizi (1 esercizio di determinazione di domini o proprietà generali delle funzioni, iniettività, invertibilità, segno, parità; 1 studio completo di funzione, 1 esercizio su vettori e matrici o grafici deducibili o continuità e derivabilità o limiti o integrali o applicazione teoremi, 1 esercizio sulla statistica o vettori e matrici)

2. ESAME ORALE




o correzione e discussione dello scritto o svolgimento esercizi simili a quelli svolti a lezione o definizioni, enunciati, dimostrazioni o esempi significativi nelle scienze applicate presentati a lezione e presenti sul libro di testo o conoscenza e utilizzo del programma Graph (per grafici di funzione) e del foglio elettronico

Excel (per la statistica)

AMMISSIONE ALL'ORALE:

o voto dello scritto < 12/30: non ammissione all'orale o voto dello scritto da 12/30 a 17/30: ammissione all'orale con riserva o voto dello scritto da 18/30 a 20/30: si propone la conferma del voto dello scritto o voto dello scritto da 21/30 a 30/30: ammissione all'orale

Per gli ammessi all'orale, il voto dell'esame si determinerà dalla media di scritto e orale.

NOTA: Le prove scritte d'esame saranno svolte simultaneamente a Busto Arsizio e Varese e la prova scritta sarà identica per le due sedi. NOTA: Gli studenti di Biologia Sanitaria, avendo un esame di 5 CFU, sosterranno l'esame solo sulla parte di analisi (il programma sarà lo stesso di STB eccetto vettori, matrici e statistica) NOTA: Non è ammesso utilizzare tabelle ed appunti durante le prove d'esame. Allo scritto è consentito utilizzare solo la calcolatrice scientifica non programmabile Orario di ricevimento Previo appuntamento via e-mail

MATEMATICA E BASI DI INFORMATICA E STATISTICA SCV0009

Docente: ANGELA DONATIELLO


9 MAT/05 48 36 I Italiano


L’obiettivo del corso è fornire le basi necessarie per la comprensione analitica degli aspetti di base dei fenomeni scientifici e in particolare biologici, mediante l’acquisizione dei metodi di base dell'analisi matematica, dell'algebra lineare e della statistica. Al termine del corso lo studente sarà in grado di utilizzare lo strumento matematico-statistico per modellare fenomeni biologici e per comprendere a livello molecolare nei loro aspetti termodinamici, cinetici, elettromagnetici ecc., processi biologici come la catalisi enzimatica e la trasmissione elettrochimica dei segnali. Sarà inoltre in possesso delle conoscenze necessarie per una corretta lettura dei dati sperimentali e per una corretta comprensione degli andamenti dei fenomeni.

Prerequisiti Nessuno

Contenuti e programma del corso Insiemi e logica matematica. Relazioni e funzioni. Funzioni elementari e proprietà delle funzioni. Limiti e continuità. Calcolo differenziale ed integrale. Studi di funzione. Elementi di base di algebra lineare: vettori e matrici. Elementi di base di probabilità e statistica. Basi di informatica con uso di applicativi matematici e fogli di calcolo.

Tipologia delle attività didattiche Lezioni frontali. Sono previste anche 36 ore di esercitazione in aula con esercizi specifici per la preparazione della verifica finale

Testi e materiale didattico Il testo consigliato è Benedetto, Degli Esposti, Maffei - "Matematica per le scienze della vita" - Casa Editrice Ambrosiana. Slides delle lezioni e materiale aggiuntivo sono disponibili nella piattaforma e-learning


L'esame consta di due parti:

ESAME SCRITTO: 4 esercizi (1 esercizio di determinazione di domini o proprietà generali delle funzioni, iniettività, invertibilità, segno, parità; 1 studio completo di funzione, 1 esercizio su vettori e matrici o grafici deducibili o continuità e derivabilità o limiti o integrali o applicazione teoremi, 1 esercizio sulla statistica o vettori e matrici)

ESAME ORALE o correzione e discussione dello scritto o svolgimento esercizi simili a quelli svolti a lezione o definizioni, enunciati, dimostrazioni o esempi significativi nelle scienze applicate presentati a lezione e presenti sul libro di testo o conoscenza e utilizzo del programma Graph (per grafici di funzione) e del foglio elettronico

Excel (per la statistica)

AMMISSIONE ALL'ORALE:

o voto dello scritto < 12/30: non ammissione all'orale o voto dello scritto da 12/30 a 17/30: ammissione all'orale con riserva o voto dello scritto da 18/30 a 20/30: si propone la conferma del voto dello scritto o voto dello scritto da 21/30 a 30/30: ammissione all'orale

Per gli ammessi all'orale, il voto dell'esame si determinerà dalla media di scritto e orale. NOTA: Le prove scritte d'esame saranno svolte simultaneamente a Busto Arsizio e Varese e la prova scritta sarà identica per le due sedi. NOTA: Gli studenti di Biologia Sanitaria, avendo un esame di 5 CFU, sosterranno l'esame solo sulla parte di analisi (il programma sarà lo stesso di STB eccetto vettori, matrici e statistica) NOTA: Non è ammesso utilizzare tabelle ed appunti durante le prove d'esame. Allo scritto è consentito utilizzare solo la calcolatrice scientifica non programmabile Orario di ricevimento Previo appuntamento via e-mail

BIOLOGIA ANIMALE

SCV0033 Docente: MAGDA DE EGUILEOR

CFU SSD LEZIONI ANNO LINGUA

6 BIO/05 48 I Italiano

Obiettivi dell’insegnamento e risultati di apprendimento attesi Acquisizione di competenze teoriche e operative con riferimento a:




Biologia dei microorganismi

Biologia degli organismi animali

Aspetti morfologico-funzionali

Aspetti cellulari e molecolari

Aspetti evoluzionistici

Meccanismi di riproduzione e di sviluppo

Aspetti ecologici, ambientali Acquisizione di competenze applicative con riferimento a:

Analisi della biodiversità

Procedure metodologiche e strumentali ad ampio spettro per la ricerca biologica Acquisizione di consapevole autonomia di giudizio con riferimento a:

Valutazione della didattica Acquisizione di adeguate competenze e strumenti per la comunicazione con riferimento a:

Elaborazione e presentazione orale e scritta delle informazioni

Comunicazione in lingua italiana Acquisizione di adeguate capacita’ per lo sviluppo e l’approfondimento di ulteriori competenze con riferimento a:

Strumenti conoscitivi di base per l’aggiornamento continuo delle conoscenze Prerequisiti Nessun prerequisisto richiesto Contenuti e programma del corso ORGANIZZAZIONE CORPOREA E FUNZIONALE 1. Bauplan e funzioni 2. L’alimentazione 3. Gli apparati di distribuzione 4. L’escrezione 5. La respirazione 6. La locomozione 7. Il sistema nervoso e gli organi di senso 8. La riproduzione 9. Lo sviluppo embrionale L’EVOLUZIONE DELLA DIVERSITA’ ANIMALE 1. L’animale e l’ambiente 2.La classificazione degli esseri viventi 3.Gli unicellulari 4. Passaggio alla pluricellularità 5. I Poriferi 6.Gli Cnidari 7. I Platelminti 8. Gli Pseudocelomati 9. Gli Anellidi 10. I Molluschi 11. Gli Artropodi 12. Protostomi e Deuterostomi 13. Gli Echinodermi 14. I Cordati Tipologia delle attività didattiche Lezioni frontali Testi e materiale didattico

Argano et al., Zoologia Generale e Sistematica, Monduzzi ed.

Hickman, Roberts, Larson, Zoologia, EdiSES ed.

Westheide, Rieger, Zoologia sistematica, Zanichelli ed.

Campbell, Reece, La forma e la funzione negli animali (estratto di Biologia), ed. Zanichelli

Purves et al.,La biologia degli animali (estratto di) Biologia, ed. Zanichelli

Slides delle lezioni sul sito e-learning Modalità di verifica dell’apprendimento Esame scritto che prevede sia domande a multipla risposta (a quiz) sia domande con risposte libere sugli argomenti trattati durante il corso. L’esame scritto così strutturato permette di verificare sia l’acquisizione delle varie informazioni sulla disciplina sia di valutare il corretto linguaggio scientifico. Durante la stesura della risposte lo studente deve dimostrare la conoscenza degli argomenti trattati durante il corso descrivendo le diverse forme animali dal punto di vista strutturale, funzionale e della sistematica. L’esito dell’esame sarà in trentesimi: la prova si ritiene superata con una votazione di almeno 18/30. Orario di ricevimento Su richiesta via E-mail


BIOLOGIA ANIMALE SCV0033

Docente: ANNALISA GRIMALDI

CFU SSD LEZIONI ESERCITAZIONI LABORATORIO ANNO LINGUA

6 BIO/05 48 - - I Italiano

Obiettivi dell’insegnamento e risultati di apprendimento attesi Acquisizione di competenze teoriche e operative con riferimento a: Biologia dei microorganismi Biologia degli organismi animali Aspetti morfologico-funzionali Aspetti cellulari e molecolari Aspetti evoluzionistici Meccanismi di riproduzione e di sviluppo Aspetti ecologici, ambientali Acquisizione di competenze applicative con riferimento a: Analisi della biodiversità Procedure metodologiche e strumentali ad ampio spettro per la ricerca biologica Acquisizione di consapevole autonomia di giudizio con riferimento a: Valutazione della didattica Acquisizione di adeguate competenze e strumenti per la comunicazione con riferimento a: Elaborazione e presentazione orale e scritta delle informazioni Comunicazione in lingua italiana. Acquisizione di adeguate capacità per lo sviluppo e l’approfondimento di ulteriori competenze con riferimento a: Strumenti conoscitivi di base per l’aggiornamento continuo delle conoscenze. Prerequisiti Nessun requisito richiesto . Contenuti e programma del corso ORGANIZZAZIONE CORPOREA E FUNZIONALE 1. Bauplan e funzioni 2. L’alimentazione 3. Gli apparati di distribuzione 4. L’escrezione 5. La respirazione 6. La locomozione 7. Il sistema nervoso e gli organi di senso 8. La riproduzione 9. Lo sviluppo embrionale

L’EVOLUZIONE DELLA DIVERSITA’ ANIMALE 1. L’animale e l’ambiente 2. La classificazione degli esseri viventi 3. Gli unicellulari 4. Passaggio alla pluricellularità 5. I Poriferi 6. Gli Cnidari 7. I Platelminti 8. Gli Pseudocelomati 9. Gli Anellidi 10. I Molluschi


11. Gli Artropodi 12. Protostomi e Deuterostomi 13. Gli Echinodermi 14. I Cordati Tipologia delle attività didattiche Lezioni frontali. Testi e materiale didattico • Argano et al., Zoologia Generale e Sistematica, Monduzzi ed. • Hickman, Roberts, Larson, Zoologia, EdiSES ed. • Westheide, Rieger, Zoologia sistematica, Zanichelli ed. • Campbell, Reece, La forma e la funzione negli animali (estratto di Biologia), Zanichelli ed. • Purves et al.,La biologia degli animali (estratto di) Biologia, Zanichelli ed. • Slides delle lezioni sul sito e-learning Modalità di verifica dell’apprendimento Esame scritto che prevede sia domande a multipla risposta (a quiz) sia domande con risposte libere sugli argomenti trattati durante il corso. L’esame scritto così strutturato permette di verificare sia l’acquisizione delle varie informazioni sulla disciplina sia di valutare il corretto linguaggio scientifico. Durante la stesura della risposte lo studente deve dimostrare la conoscenza degli argomenti trattati durante il corso descrivendo le diverse forme animali dal punto di vista strutturale, funzionale e della sistematica. L’esito dell’esame sarà in trentesimi: la prova si ritiene superata con una votazione di almeno 18/30. Orario di ricevimento Su richiesta via e-mail.

BIOLOGIA VEGETALE SCV0014

Docente: PAOLO GEROLA


6 BIO/01 48 I Italiano

Obiettivi dell’insegnamento e risultati di apprendimento attesi Obiettivo dell’insegnamento è fornire quelle conoscenze che consentano di comprendere il modello organizzativo e di funzionamento dell’organismo vegetale superiore (Angiosperme), fornendo le basi per ulteriori studi anche con risvolto applicativo-biotecnologico. Allo scopo si prefigurano i seguenti risultati di apprendimento:

le conoscenze di base sull’organizzazione e fisiologia della cellula vegetale

l’organizzazione morfo anatomica della pianta vascolare, in relazione alla sua fisiologia e al processo evolutivo

le peculiarità del meccanismo riproduttivo nelle piante Prerequisiti Nessun prerequisisto richiesto Contenuti e programma del corso

http://elearning2.uninsubria.it/course/view.php?id=2332


La cellula vegetale Parete: relazione fra composizione e funzione Plasmodesmi e citodieresi Plastidio: i diversi tipi di plastidio, loro ultrastruttura e composizione in relazione alla funzione Vacuolo: funzione e composizione Turgore cellulare Crescita per distensione

Riproduzione vegetativa, sessuale e per sporogonia Sessualità e determinazione del sesso Cicli degli organismi e processi apomittici Tessuti nelle Angiosperme Morfologia e anatomia dei diversi organi in relazione ai principali processi fisiologici:

Fusto e trasporto della linfa grezza e della linfa elaborata, e principali movimenti della pianta Radice e gravitropismo, assorbimento delle soluzioni, simbiosi con batteri azotofissatori e micorrize. Foglia e regolazione traspirazione, fotosintesi nelle piante CAM Fiore e riproduzione nelle Angiosperme (impollinazione, interazione polline-pistillo, fecondazione, meccanismi per impedire autofecondazione), fotoperiodismo Seme e sua dormienza Frutto e disseminazione Riproduzione nelle Gimnosperme Fecondazione nella Ginkgo biloba

Lezioni frontali Testi e materiale didattico Le lezioni tenute in powerpoint vengono messe a disposizione degli studenti su e-learning Viene anche consigliato l’uso dei seguenti testi:

Sadava D. et al. Elementi di biologia e genetica (Zanichelli)

Gerola F.M et al. Biologia e diversità dei vegetali (UTET)

Pasqua G. et al. Botanica generale e diversità vegetale (Piccin) Modalità di verifica dell’apprendimento Vengono effettuate prove in itinere durante il corso per verificare l’acquisizione delle principali conoscenze inerenti i punti 1-4 del programma sopra riportato. Tali prove sono scritte, a risposta multipla e vengono valutate in trentesimi. Viene effettuata inoltre una prova orale per verificare l’acquisizione delle conoscenze specifiche inerenti l’organizzazione e fisiologia della pianta. Anch’essa viene valutata in trentesimi. Nella valutazione si tiene conto, oltre alla capacità di apprendimento, anche della capacità di comprensione, della capacità di applicare le conoscenze acquisite, dell’autonomia di giudizio e delle abilità comunicative. Il voto complessivo deriva dalla media pesata dei voti conseguiti nelle verifiche in itinere sommato al voto ottenuto nella prova orale. Orario di ricevimento Incontri con gli studenti vengono concordati e fissati dietro richiesta inviata per E-mail dagli studenti stessi



CHIMICA ORGANICA SCV0028 + SCV0182 (laboratorio)

Docente: STEFANO BANFI


9 CHIM/03 48 16 24 I-II Italiano

Obiettivi dell’insegnamento e risultati di apprendimento attesi Lo studente dovrà essere in grado di riconoscere i gruppi funzionali della chimica organica di base e di dare alle molecole proposte la corretta nomenclatura secondo le regole IUPAC. Di ciascun gruppo funzionale dovrà poter indicare la reattività principale basando le sue conoscenze sulle considerazioni di polarità e cariche presenti. Per meglio comprendere la reattività saranno proposti i meccanismi delle reazioni più comuni mettendo in risalto il concetto di acidità e basicità, di catalisi e quello di risonanza. Nel modulo di laboratorio lo studente eseguirà 8 diverse esperienze che gli consentiranno di apprendere l’uso della comune vetreria da laboratorio e dei sistemi volumetrici usati nelle tecniche di titolazione della chimica generale (titolazioni acido-base, redox, di complessazione) ed alcune tecniche di separazione e semplici processi di sintesi della chimica organica(separazioni pigmenti,estrazione di sostanze naturali, riduzione di substrato prochirale, sintesi di un colorante azoico).In seguito all’esecuzione di queste esperienze, il risultato atteso è che gli studenti abbiano chiari i concetti di:precisione dei sistemi volumetrici, standard, indicatore, rapporti molari, solubilità e polarità dei solventi (tossicità),stechiometria delle reazioni e conoscenze di semplici metodi di purificazione (cromatografia e cristallizzazione). Prerequisiti Lo studente deve aver chiaro i concetti di rapporti stechiometrici, di acidità e basicità e di elettronegatività di atomi o gruppi che ha acquisito nel corso di chimica generale. Contenuti e programma del corso MODULO di CHIMICA ORGANICA (C.O.). Struttura delle molecole organiche: legami semplici, doppi e tripli. Ibridazione del C, N ed O (sp3, sp2, sp). Lunghezze ed energie di legame. Elettronegatività e polarizzazione di un legame biatomico. Effetto della polarizzazione sulla reattività. Concetto di elettrofilo e di nucleofilo. Gruppi funzionali: struttura e nomenclatura IUPAC. Alcani, alcheni, alchini, alogenuri alchilici, alcoli, gruppi carbonilici (aldeidi, chetoni), acidi carbossilici. Derivati degli acidi (esteri, cloruri acilici, ammidi, anidridi), ammine, nitrili e composti solforati (mercaptani, solfuri, solfati). Concetto di risonanza e aromaticità: il butadiene e la definizione dei composti aromatici (benzene e omologhi superiori, i PAH), nomenclatura. Nomenclatura di molecole contenenti più di due gruppi funzionali: scala di priorità dei gruppi funzionali. (Nomenclatura IUPAC dei gruppi subordinati). Stereochimica: definizione di stereocentro (o carbonio stereogenico) ed esempi di atomi di carbonio chirali. Enantiomeri, miscele racemiche e diastereoisomeri. Nomenclatura R,S degli stereocentri secondo le regole di Cahn, Ingold e Prelog (CIP); molecole con due o più stereocentri: enantiomeri, diastereoisomeri e composti meso. Potere ottico rotatorio e nomenclatura D,L degli stereocentri (Gliceraleide) Reazioni enantiospecifiche ed enantioselettive, risoluzione di miscele racemiche. Gruppi funzionali: Reattività. ALCANI: analisi conformazionale di molecole semplici lineari e cicliche. Alogenazione radicalica con meccanismo. Considerazioni energetiche (Entalpia ed energia libera di Gibbs). Ordine di stabilità dei radicali alchilici. ALCHENI: meccanismo generale di reattività in presenza di elettrofili (E+) e nucleofili (Nu-); regola di Markovnikov sulla stabilità dei carbocationi Addizione di acidi alogenidrici (idroalogenazione) con meccanismo (stato di transizione e intermedio di reazione), addizione di acqua (idratazione) con meccanismo e concetto di catalizzatore; addizione di bromo molecolare (meccanismo). Idrogenazione degli alcheni ad alcani; epossidazione (Peracidi); rottura ossidativa per ozonolisi; formazione di dioli (OsO4). Reazione di idroborazione degli alcheni (alcol anti-Markovnikov) e idroalogenazione radicalica (anti-Markovnikov). Reattività dei dieni coniugati e concetto di risonanza. ALCHINI: addizione di acidi alogenidrici e di acqua, (effetto della presenza del secondo doppio legame, forme enoliche e tautomeria cheto-enolica). Alogenazione e riduzione ad alcani e alcheni CIS o TRANS.


REATTIVITA DEL BENZENE: le sostituzioni elettrofile aromatiche (meccanismo generale). Esempi di Alogenazione, Nitrazione, Solfonazione, Acilazione ed Alchilazione di Friedel-Crafts. Effetto di un sostituente: attivante (orto-para orientante) e disattivante (meta orientante). Sostituzione Nucleofila aromatica: esempio. Sali di diazonio e reazioni di Sandmeyer. ALOGENURI ALCHILICI: Reazioni di Sostituzione nucleofila (Sn) e di Eliminazione (deidroalogenazione). Reazioni monomolecolari e bimolecolari: esempi di Sn1, Sn2, E1, E2 su alogenuri alchilici (meccanismo ed implicazioni stereochimiche). Cenni su alcuni composti organometallici: i composti di Grignard. ALCOLI: reazioni di disidratazione e ossidazioni. Trasformazione dell’ossidrile in gruppo uscente (solfonato) e relative reazioni di sostituzione. Protezione del gruppo alcolico: formazione dei silil eteri e di acetali. COMPOSTI CARBONILICI: riduzioni del gruppo carbonilico con idruri e via idrogenazione catalitica. Addizione nucleofila su aldeidi e chetoni (idratazione, formazione di chetali, cianidrine, immine ed enammine con meccanismo). Condensazione aldolica: formazione dei beta-idrossicarbonili (meccanismo). Reattività dei carbonili, insaturi (addizione di Michael). ACIDI CARBOSSILICI E DERIVATI: formazione di esteri, ammidi e anidridi a partire da acidi o cloruri acilici. Reazioni di idrolisi acide e basiche (Saponificazione). Reazione di condensazione di Claisen e di Dieckmann (Esteri): formazione dei beta cheto esteri. AMMINE: solubilità e basicità delle ammine. Reazioni di sintesi. Reazione con composti carbonilici. Molecole biologiche:AMMINOACIDI. Struttura e Nomenclatura degli AA naturali e sintesi di peptidi (concetto di gruppo protettivo e di gruppo attivante); punto isoelettrico e solubilità. CARBOIDRATI: dalla gliceraldeide fino agli aldoesosi (glucosio). Fruttosio (chetoesoso). Forme furanosidiche e piranosidiche; carbonio anomerico. Esempi di disaccaridi (saccarosio) e polisaccaridi (cellulosa ed amido). MODULO DI LABORATORIO DI CHIMICA. Le esperienze attualmente proposte sono: 1) diluizione di una molecola colorata ad una concentrazione desiderata e controllo con spettroscopia visibile; determinazione della densità dell’acetone con due sitemi volumetrici diversi 2) Titolazione Redox – standardizzazione del KMnO4 con ossalato e determinazione della purezza di un sale di Mohr; 3) titolazione acido base di acido poliprotico – Titolazione del H3PO4 con indicatori e con pHmetro; 4) Titolazione complessometrica – Standardizzazione dell’EDTA con ZnO e determinazione della durezza dell’acqua; 5) estrazione della caffeina dalle foglie del tè e purificazione mediante cristallizzazione; 6) estrazione dei pigmenti degli spinaci e separazione con colonna cromatografica; 7) riduzione chimica ed enzimatica (lievito) di un chetone prochirale; 8) sintesi di un colorante azoico via formazione del sale di diazonio dell’anilina e copulazione con il 2 idrossinaftalene. Tipologia delle attività didattiche Le lezioni e le esercitazioni sugli argomenti trattati (concernenti la nomenclatura IUPAC e la reattività dei gruppi funzionali) sono tenute frontalmente con la proiezione di slide associata ad un ampio uso della scrittura su fogli di carta contestualmente proiettati sullo schermo. Le esperienze che gli studenti devono eseguire nel laboratorio vengono descritte in dettaglio a lezione e comunque viene fornita la ricetta in laboratorio nel giorno prestabilito. Durante le esperienze la corretta manualità e operatività viene assicurata dalla presenza del docente e di due tecnici Testi e materiale didattico Per consentire agli studenti un adeguato apprendimento vengono fornite le slide usate a lezione e innumerevoli temi di esame che vengono risolti insieme al docente. Inoltre viene suggerito un libro di testo. Modalità di verifica dell’apprendimento Modulo di Chimica Organica: SCRITTO PIU’ ORALE (sostenibile con uno scritto ritenuto sufficiente). STRUTTURA DEL TESTO DELL’ ESAME SCRITTO 10 DOMANDE CHE COMPRENDONO TUTTI GLI ARGOMENTI DEL CORSO. Argomenti delle domande: I - Riconoscimento dei gruppi funzionali II – Nomenclatura: dal nome IUPAC disegnare le molecole (3 per esercizio) III – Nomenclatura: dalla struttura assegnare il nome (IUPAC) (3 per esercizio) IV – Analisi conformazionale su alcani lineari o ciclici. V – Reattività: indicare il meccanismo e prodotti di una reazione specifica. VI – Reattività: 3-4 passaggi di sintesi in cui è indicato il prodotto ma non il reagente VII – Reattività: 3-4 passaggi di sintesi in cui sono indicati i reagenti ma non i prodotti VIII - Domanda su Amminoacidi IX – Domanda sui carboidrati X - Domanda su argomenti vari quali acidità, reattività di un gruppo funzionale, ed altro Orale L’ACCESSO ALL’ORALE E’ CONSENTITO AGLI STUDENTI CHE ABBIANO RAGGIUNTO ALMENO 16/30 NELLA PROVA SCRITTA L’esame orale verte sull’analisi dello scritto e commento degli eventuali errori più domande di approfondimento su meccanismi e reattività. Il voto finale sarà espresso in trentesimi. Modulo di laboratorio. L’esame è solo orale e gli studenti devono presentarsi con una relazione sintetica di quanto da loro svolto in laboratorio. Le domande vertono sulla descrizione di una specifica esperienza con

approfondimento di come e perché abbiano eseguito certe operazioni.Il voto finale sarà espresso in trentesimi e con il voto del modulo di chimica organica porterà alla valutazione finale del corso. Orario di ricevimento Il docente è sempre disponibile a fornire spiegazioni agli studenti presso il suo ufficio a seguito della definizione di un appuntamento anche via mail E-mail


Docente: ENRICO CARUSO



Obiettivi dell’insegnamento e risultati di apprendimento attesi Lo studente dovrà essere in grado di riconoscere i gruppi funzionali della chimica organica di base e di dare alle molecole proposte la corretta nomenclatura secondo le regole IUPAC. Di ciascun gruppo funzionale dovrà poter indicare la reattività principale basando le sue conoscenze sulle considerazioni di polarità e cariche presenti. Per meglio comprendere la reattività saranno proposti i meccanismi delle reazioni più comuni mettendo in risalto il concetto di acidità e basicità, di catalisi e quello di risonanza. Nel modulo di laboratorio lo studente eseguirà 8 diverse esperienze che gli consentiranno di apprendere l’uso della comune vetreria da laboratorio e dei sistemi volumetrici usati nelle tecniche di titolazione della chimica generale (titolazioni acido-base, redox, di complessazione) ed alcune tecniche di separazione e semplici processi di sintesi della chimica organica(separazioni pigmenti,estrazione di sostanze naturali, riduzione di substrato prochirale, sintesi di un colorante azoico).In seguito all’esecuzione di queste esperienze, il risultato atteso è che gli studenti abbiano chiari i concetti di:precisione dei sistemi volumetrici, standard, indicatore, rapporti molari, solubilità e polarità dei solventi (tossicità),stechiometria delle reazioni e conoscenze di semplici metodi di purificazione (cromatografia e cristallizzazione). Prerequisiti Lo studente deve aver chiaro i concetti di rapporti stechiometrici, di acidità e basicità e di elettronegatività di atomi o gruppi che ha acquisito nel corso di chimica generale. Contenuti e programma del corso MODULO di CHIMICA ORGANICA (C.O.). Struttura delle molecole organiche: legami semplici, doppi e tripli. Ibridazione del C, N ed O (sp3, sp2, sp). Lunghezze ed energie di legame. Elettronegatività e polarizzazione di un legame biatomico. Effetto della polarizzazione sulla reattività. Concetto di elettrofilo e di nucleofilo. Gruppi funzionali: struttura e nomenclatura IUPAC. Alcani, alcheni, alchini, alogenuri alchilici, alcoli, gruppi carbonilici (aldeidi, chetoni), acidi carbossilici. Derivati degli acidi (esteri, cloruri acilici, ammidi, anidridi), ammine, nitrili e composti solforati (mercaptani, solfuri, solfati). Concetto di risonanza e aromaticità: il butadiene e la definizione dei composti aromatici (benzene e omologhi superiori, i PAH), nomenclatura. Nomenclatura di molecole contenenti più di due gruppi funzionali: scala di priorità dei gruppi funzionali. (Nomenclatura IUPAC dei gruppi subordinati). Stereochimica: definizione di stereocentro (o carbonio stereogenico) ed esempi di atomi di carbonio chirali. Enantiomeri, miscele racemiche e diastereoisomeri. Nomenclatura R,S degli stereocentri secondo le regole di Cahn, Ingold e Prelog (CIP); molecole con due o più stereocentri: enantiomeri, diastereoisomeri e composti meso. Potere ottico rotatorio e nomenclatura D,L degli stereocentri (Gliceraleide) Reazioni enantiospecifiche ed enantioselettive, risoluzione di miscele racemiche. Gruppi funzionali: Reattività. ALCANI: analisi conformazionale di molecole semplici lineari e cicliche. Alogenazione radicalica con meccanismo. Considerazioni energetiche (Entalpia ed energia libera di Gibbs). Ordine di stabilità dei radicali


alchilici. ALCHENI: meccanismo generale di reattività in presenza di elettrofili (E+) e nucleofili (Nu-); regola di Markovnikov sulla stabilità dei carbocationi Addizione di acidi alogenidrici (idroalogenazione) con meccanismo (stato di transizione e intermedio di reazione), addizione di acqua (idratazione) con meccanismo e concetto di catalizzatore; addizione di bromo molecolare (meccanismo). Idrogenazione degli alcheni ad alcani; epossidazione (Peracidi); rottura ossidativa per ozonolisi; formazione di dioli (OsO4). Reazione di idroborazione degli alcheni (alcol anti-Markovnikov) e idroalogenazione radicalica (anti-Markovnikov). Reattività dei dieni coniugati e concetto di risonanza. ALCHINI: addizione di acidi alogenidrici e di acqua, (effetto della presenza del secondo doppio legame, forme enoliche e tautomeria cheto-enolica). Alogenazione e riduzione ad alcani e alcheni CIS o TRANS. REATTIVITA DEL BENZENE: le sostituzioni elettrofile aromatiche (meccanismo generale). Esempi di Alogenazione, Nitrazione, Solfonazione, Acilazione ed Alchilazione di Friedel-Crafts. Effetto di un sostituente: attivante (orto-para orientante) e disattivante (meta orientante). Sostituzione Nucleofila aromatica: esempio. Sali di diazonio e reazioni di Sandmeyer. ALOGENURI ALCHILICI: Reazioni di Sostituzione nucleofila (Sn) e di Eliminazione (deidroalogenazione). Reazioni monomolecolari e bimolecolari: esempi di Sn1, Sn2, E1, E2 su alogenuri alchilici (meccanismo ed implicazioni stereochimiche). Cenni su alcuni composti organometallici: i composti di Grignard. ALCOLI: reazioni di disidratazione e ossidazioni. Trasformazione dell’ossidrile in gruppo uscente (solfonato) e relative reazioni di sostituzione. Protezione del gruppo alcolico: formazione dei silil eteri e di acetali. COMPOSTI CARBONILICI: riduzioni del gruppo carbonilico con idruri e via idrogenazione catalitica. Addizione nucleofila su aldeidi e chetoni (idratazione, formazione di chetali, cianidrine, immine ed enammine con meccanismo). Condensazione aldolica: formazione dei beta-idrossicarbonili (meccanismo). Reattività dei carbonili, insaturi (addizione di Michael). ACIDI CARBOSSILICI E DERIVATI: formazione di esteri, ammidi e anidridi a partire da acidi o cloruri acilici. Reazioni di idrolisi acide e basiche (Saponificazione). Reazione di condensazione di Claisen e di Dieckmann (Esteri): formazione dei beta cheto esteri. AMMINE: solubilità e basicità delle ammine. Reazioni di sintesi. Reazione con composti carbonilici. Molecole biologiche:AMMINOACIDI. Struttura e Nomenclatura degli AA naturali e sintesi di peptidi (concetto di gruppo protettivo e di gruppo attivante); punto isoelettrico e solubilità. CARBOIDRATI: dalla gliceraldeide fino agli aldoesosi (glucosio). Fruttosio (chetoesoso). Forme furanosidiche e piranosidiche; carbonio anomerico. Esempi di disaccaridi (saccarosio) e polisaccaridi (cellulosa ed amido). MODULO DI LABORATORIO DI CHIMICA. Le esperienze attualmente proposte sono: 1) diluizione di una molecola colorata ad una concentrazione desiderata e controllo con spettroscopia visibile; determinazione della densità dell’acetone con due sitemi volumetrici diversi 2) Titolazione Redox – standardizzazione del KMnO4 con ossalato e determinazione della purezza di un sale di Mohr; 3) titolazione acido base di acido poliprotico – Titolazione del H3PO4 con indicatori e con pHmetro; 4) Titolazione complessometrica – Standardizzazione dell’EDTA con ZnO e determinazione della durezza dell’acqua; 5) estrazione della caffeina dalle foglie del tè e purificazione mediante cristallizzazione; 6) estrazione dei pigmenti degli spinaci e separazione con colonna cromatografica; 7) riduzione chimica ed enzimatica (lievito) di un chetone prochirale; 8) sintesi di un colorante azoico via formazione del sale di diazonio dell’anilina e copulazione con il 2 idrossinaftalene. Tipologia delle attività didattiche Le lezioni e le esercitazioni sugli argomenti trattati (concernenti la nomenclatura IUPAC e la reattività dei gruppi funzionali) sono tenute frontalmente con la proiezione di slide associata ad un ampio uso della scrittura su fogli di carta contestualmente proiettati sullo schermo. Le esperienze che gli studenti devono eseguire nel laboratorio vengono descritte in dettaglio a lezione e comunque viene fornita la ricetta in laboratorio nel giorno prestabilito. Durante le esperienze la corretta manualità e operatività viene assicurata dalla presenza del docente e di due tecnici Testi e materiale didattico Per consentire agli studenti un adeguato apprendimento vengono fornite le slide usate a lezione e innumerevoli temi di esame che vengono risolti insieme al docente. Inoltre viene suggerito un libro di testo. Modalità di verifica dell’apprendimento Modulo di Chimica Organica: SCRITTO PIU’ ORALE (sostenibile con uno scritto ritenuto sufficiente). STRUTTURA DEL TESTO DELL’ ESAME SCRITTO 10 DOMANDE CHE COMPRENDONO TUTTI GLI ARGOMENTI DEL CORSO. Argomenti delle domande: I - Riconoscimento dei gruppi funzionali II – Nomenclatura: dal nome IUPAC disegnare le molecole (3 per esercizio) III – Nomenclatura: dalla struttura

assegnare il nome (IUPAC) (3 per esercizio) IV – Analisi conformazionale su alcani lineari o ciclici. V – Reattività: indicare il meccanismo e prodotti di una reazione specifica. VI – Reattività: 3-4 passaggi di sintesi in cui è indicato il prodotto ma non il reagente VII – Reattività: 3-4 passaggi di sintesi in cui sono indicati i reagenti ma non i prodotti VIII - Domanda su Amminoacidi IX – Domanda sui carboidrati X - Domanda su argomenti vari quali acidità, reattività di un gruppo funzionale, ed altro Orale L’ACCESSO ALL’ORALE E’ CONSENTITO AGLI STUDENTI CHE ABBIANO RAGGIUNTO ALMENO 16/30 NELLA PROVA SCRITTA L’esame orale verte sull’analisi dello scritto e commento degli eventuali errori più domande di approfondimento su meccanismi e reattività. Il voto finale sarà espresso in trentesimi. Modulo di laboratorio. L’esame è solo orale e gli studenti devono presentarsi con una relazione sintetica di quanto da loro svolto in laboratorio. Le domande vertono sulla descrizione di una specifica esperienza con approfondimento di come e perché abbiano eseguito certe operazioni.Il voto finale sarà espresso in trentesimi e con il voto del modulo di chimica organica porterà alla valutazione finale del corso. Orario di ricevimento Il docente è sempre disponibile a fornire spiegazioni agli studenti presso il suo ufficio a seguito della definizione di un appuntamento anche via mail E-mail

FISICA SCV0025

Docente: GESUALDA GIARDINA


9 FIS/07 48 36 I Italiano

Obiettivi dell’insegnamento e risultati di apprendimento attesi L’insegnamento si propone di affrontare lo studio delle leggi fisiche, applicate alla biologia e alla medicina. Pertanto, gli allievi dovranno acquisire e maturare le teorie e i concetti fondamentali che riguardano la fisica medica applicata alle discipline predette.

Prerequisiti E' richiesta una conoscenza elementare dell’algebra e dell’analisi matematica. In ogni caso, nozioni di base verranno introdotte e rispolverate durante lo svolgimento del corso. Contenuti e programma del corso

Introduzione alla Fisica: misure e grandezze misurabili. Analisi dimensionale.

Meccanica (del punto materiale). Cinematica: traiettoria, legge oraria, velocità, accelerazione (media e istantanea). Moto rettilineo uniforme, uniformemente accelerato (in 1 e 2D), circolare, periodico (monodimensionale). Forze, quantità di moto, leggi di Newton. Sistemi di riferimento inerziali. Forza gravitazionale, elettrostatica, elastica, d’attrito. Forze di resistenza nei fluidi. Lavoro, energia, teorema dell’energia cinetica. Potenza, rendimento, forze conservative e dissipative. Energia potenziale. Energia meccanica, conservazione dell’energia. Relazione tra forze ed energia potenziale, curve dell’energia potenziale, posizioni di equilibrio. Conservazione della quantità di moto.

Fluidodinamica. Pressione, densità. Legge di Stevino. Principio di Pascal, spinta di Archimede. Campo di velocità, moti laminari e turbolenti. Fluidi ideali e viscosi. Portata, equazione di continuità. Legge di Bernoulli. Legge di Poiseuille. Resistenza idrodinamica. Applicazioni al sistema circolatorio. Sfigmomanometro.

Termodinamica. Macrostati e variabili termodinamiche. Temperatura, termometri. Calore, capacità termica, calore specifico. Scambi di calore. Calore latente. Transizioni di fase. Espansione termica. Conduzione e irraggiamento. Gas ideali, leggi dei gas ed equazione di stato. Cenni alla teoria cinetica dei gas ed al significato fisico della temperatura. Energia interna. Lavoro. Primo principio. Funzioni di stato. Entalpia. Trasformazioni in un gas ideale. Secondo principio. Macchine termiche, teorema di Carnot. Entropia. Irreversibilità. Disordine e informazione. Cenni ai potenziali termodinamici.


Elettricità. Carica elettrica, legge di Coulomb. Campo elettrico. Energia potenziale elettrica e potenziale elettrico. Campo e potenziale di una carica puntiforme, di un dipolo, di un singolo e doppio strato carico; cenni alla membrana biologica. Moto di una carica e di un dipolo in un campo uniforme. Conduttori ed isolanti. Polarizzazione. Condensatori. Legge di Ohm, resistenza. Circuiti elettrici, condensatori e resistenze in serie e in parallelo, leggi di Kirchhoff. Circuiti RC e filtri passa-basso. Cenni alle membrane biologiche come circuiti elettrici. Cenni all’induzione elettromagnetica, al campo elettromagnetico ed alle equazioni di Maxwell.

Onde e ottica. Onde periodiche, onde sinusoidali. Cenni all’analisi di Fourier. Onde sonore, onde elettromagnetiche. Spettri, spettro elettromagnetico, luce. Riflessione e rifrazione. Immagini, lenti, microscopi. Dispersione. Interferenza, diffrazione. Limite di diffrazione di uno strumento ottico.

Tipologia delle attività didattiche Lezioni frontali (48 ore); Esercitazion6 (36 ore).


Testi di riferimento:

R. Wolfson – FISICA – Paravia, 2008

D. Scannicchio - FISICA biomedica (2a ediz.) 2010, EdiSES

Materiale Didattico

Le slides presentate in aula, saranno disponibili su e-learning.


La verifica dell’apprendimento finale prevede una prova scritta, la cui tipologia sarà discussa in sede di lezione-esercitazione.

Orario di ricevimento Alla fine di ogni lezione previo appuntamento concordato via E-mail

FISICA SCV0025

Docente: LIA CHIARA FORTI


9 FIS/07 48 36 I Italiano

Obiettivi dell’insegnamento e risultati di apprendimento attesi Presentare agli studenti le basi del metodo scientifico e sottolineare l’importanza della formulazione di modelli matematici dei fenomeni di interesse. Fornire nozioni di base sui fondamenti della Meccanica, della Fluidodinamica, Termodinamica, Elettricità ed Ottica ed esempi della loro utilità per la descrizione di fenomeni in campo biologico e medico. Stimolare, tramite lo svolgimento di esercizi in aula, la capacità di affrontare lo studio di un fenomeno scegliendo le grandezze utili per la sua descrizione, e formulando un semplice modello matematico di relazione tra di esse. Prerequisiti Sono necessarie conoscenze di Matematica di base (nozioni elementari di algebra e trigonometria, concetti di funzione e di derivata, proprietà di rette, parabole e polinomi, funzioni esponenziale e logaritmo, funzioni trigonometriche) e nozioni elementari di Statistica, che vengono solo brevemente ricapitolate all’inizio del corso.




Non sono richieste conoscenze pregresse di Fisica, anche se utili. Contenuti e programma del corso Il Corso fornisce un’introduzione di base ai concetti principali della Fisica Classica. E’ articolato nelle sezioni: Richiami di Matematica di base: Funzioni elementari (trigonometriche, logaritmi, esponenziali, polinomi) con applicazioni in Fisica e Biologia. Vettori. Notazione scientifica. Errori, precisione, accuratezza. Misure e grandezze misurabili. Analisi dimensionale. Meccanica (del punto materiale). Cinematica: traiettoria, legge oraria, velocità, accelerazione (media e istantanea). Moto rettilineo uniforme, uniformemente accelerato (in 1 e 2D), circolare, periodico (monodimensionale). Forze, quantità di moto, leggi di Newton. Sistemi di riferimento inerziali. Forza gravitazionale, elettrostatica, elastica, d’attrito. Forze di resistenza nei fluidi. Lavoro, energia, teorema dell’energia cinetica. Potenza, rendimento, forze conservative e dissipative. Energia potenziale. Energia meccanica, conservazione dell’energia. Relazione tra forze ed energia potenziale, curve dell’energia potenziale, posizioni di equilibrio. Conservazione della quantità di moto. Fluidodinamica. Pressione, densità. Legge di Stevino. Principio di Pascal, spinta di Archimede. Campo di velocità, moti laminari e turbolenti. Fluidi ideali e viscosi. Portata, equazione di continuità. Legge di Bernoulli. Legge di Poiseuille. Resistenza idrodinamica. Applicazioni al sistema circolatorio. Sfigmomanometro. Termodinamica. Macrostati e variabili termodinamiche. Temperatura, termometri. Calore, capacità termica, calore specifico. Scambi di calore. Calore latente. Transizioni di fase. Espansione termica. Conduzione e irraggiamento. Gas ideali, leggi dei gas ed equazione di stato. Cenni alla teoria cinetica dei gas ed al significato fisico della temperatura. Energia interna. Lavoro. Primo principio. Funzioni di stato. Entalpia. Trasformazioni in un gas ideale. Secondo principio. Macchine termiche, teorema di Carnot. Entropia. Irreversibilità. Disordine e informazione. Cenni ai potenziali termodinamici. Elettricità. Carica elettrica, legge di Coulomb. Campo elettrico. Energia potenziale elettrica e potenziale elettrico. Campo e potenziale di una carica puntiforme, di un dipolo, di un singolo e doppio strato carico; cenni alla membrana biologica. Moto di una carica e di un dipolo in un campo uniforme. Conduttori ed isolanti. Polarizzazione. Condensatori. Legge di Ohm, resistenza. Circuiti elettrici, condensatori e resistenze in serie e in parallelo, leggi di Kirchhoff. Circuiti RC e filtri passa-basso. Cenni alle membrane biologiche come circuiti elettrici. Cenni all’induzione elettromagnetica, al campo elettromagnetico ed alle equazioni di Maxwell. Onde e ottica. Onde periodiche, onde sinusoidali. Cenni all’analisi di Fourier. Onde sonore, onde elettromagnetiche. Spettri, spettro elettromagnetico, luce. Riflessione e rifrazione. Immagini, lenti, microscopi. Dispersione. Interferenza, diffrazione. Limite di diffrazione di uno strumento ottico. Tipologia delle attività didattiche Il corso comprende lezioni frontali in aula (48 ore), intercalate da esercitazioni (36 ore) in cui vengono svolti esercizi che applicano le conoscenze di teoria acquisite a lezione. Gli esercizi vengono svolti alla lavagna dall’esercitatore, a seguito di una discussione delle strategie adeguate a risolverli. Testi e materiale didattico Le slides utilizzate dal docente a lezione vengono messe a disposizione degli studenti on-line sul sito e-learning dell’Ateneo. Gli esercizi svolti dall’esercitatore sono ugualmente disponibili on-line sotto forma di esposizione ragionata. Testi di riferimento (presenti nella Biblioteca dell’Ateneo): R. Wolfson – FISICA – Paravia, 2008 D. Scannicchio - FISICA biomedica (2a ediz.) 2010, EdiSES Modalità di verifica dell’apprendimento L’esame consiste in una prova scritta ed una orale, con voto finale in trentesimi. L’esame accerta l’acquisizione delle conoscenze teoriche di base fornite durante il corso e della capacità di applicarle nella risoluzione di problemi.

La prova scritta consiste di 10-15 domande, comprendenti domande sulla teoria e semplici esercizi che coprono l’intero arco del programma svolto, con risposte aperte e chiuse.

L’esame orale consiste in una discussione dell’elaborato scritto, in cui si verifica l’adeguata comprensione delle domande e dei problemi, e la capacità di esporre e giustificare le strategie utilizzate per la loro risoluzione.

E’ prevista una prova in itinere a metà corso ma senza attribuzione di votazione utile per il giudizio finale.


Orario di ricevimento

Ricevimento su appuntamento concordato via E-mail

Inglese SCV0134

Docente: Kim Grego


3 L-LIN/12 24 I Inglese

Obiettivi dell’insegnamento e risultati di apprendimento attesi Il corso ha l’obiettivo di offrire un ripasso della grammatica intermedia della lingua inglese, introducendo al contempo nozioni di grammatica avanzata e concetti di base dell’English for Specific Purposes, e in particolare dello Scientific English. Al termine del corso lo studente sarà in grado di comprendere un articolo scientifico da rivista internazionale e avrà le nozioni di base per comunicare in inglese i propri risultati, sia in forma scritta che orale. Contenuti e programma del corso Le lezioni si articoleranno in due moduli: il primo incentrato sullo studio della grammatica della lingua inglese, il secondo sull’uso dell’inglese in ambito scientifico. Il primo modulo fornirà allo studente gli strumenti di base per la comprensione e la comunicazione della lingua inglese scritta e orale. Nel secondo modulo si tratterà del lessico scientifico e delle strutture morfo-sintattiche dell’inglese accademico in campo scientifico. Tipologia delle attività didattiche Le attività didattiche saranno sotto forma di lezione frontale. Testi e materiale didattico Oltre ai testi consigliati, gli studenti potranno trovare altro materiale utile messo a disposizione dal Docente sulla piattaforma di e-learning dell’Ateneo. Murphy, R. 2004, English Grammar in Use, Cambridge, Clark, J. 2010, Biology. Questions and answers for Sats or Advanced level. Book one. Kindle Edition. Disponibile su Amazon.com (ma non su amazon.it).

Modalità di verifica dell'apprendimento La verifica delle conoscenze apprese avviene mediante una prova d’esame scritta al termine del corso. La prova avrà lo scopo di valutare le capacità dello studente di comprendere, sintetizzare e comunicare le informazioni utilizzando un linguaggio il più possibile corretto, specialmente per quanto riguarda il lessico scientifico. La prova viene approvata o meno dal docente, ma non comporta una votazione in trentesimi. Orario di ricevimento Il docente è disponibile ad approfondire gli argomenti trattati previo appuntamento via E-mail.



Docente: STEFANO BANFI






Obiettivi dell’insegnamento e risultati di apprendimento attesi Lo studente dovrà essere in grado di riconoscere i gruppi funzionali della chimica organica di base e di dare alle molecole proposte la corretta nomenclatura secondo le regole IUPAC. Di ciascun gruppo funzionale dovrà poter indicare la reattività principale basando le sue conoscenze sulle considerazioni di polarità e cariche presenti. Per meglio comprendere la reattività saranno proposti i meccanismi delle reazioni più comuni mettendo in risalto il concetto di acidità e basicità, di catalisi e quello di risonanza. Nel modulo di laboratorio lo studente eseguirà 8 diverse esperienze che gli consentiranno di apprendere l’uso della comune vetreria da laboratorio e dei sistemi volumetrici usati nelle tecniche di titolazione della chimica generale (titolazioni acido-base, redox, di complessazione) ed alcune tecniche di separazione e semplici processi di sintesi della chimica organica(separazioni pigmenti,estrazione di sostanze naturali, riduzione di substrato prochirale, sintesi di un colorante azoico).In seguito all’esecuzione di queste esperienze, il risultato atteso è che gli studenti abbiano chiari i concetti di:precisione dei sistemi volumetrici, standard, indicatore, rapporti molari, solubilità e polarità dei solventi (tossicità),stechiometria delle reazioni e conoscenze di semplici metodi di purificazione (cromatografia e cristallizzazione). Prerequisiti Lo studente deve aver chiaro i concetti di rapporti stechiometrici, di acidità e basicità e di elettronegatività di atomi o gruppi che ha acquisito nel corso di chimica generale.

Contenuti e programma del corso MODULO di CHIMICA ORGANICA (C.O.). Struttura delle molecole organiche: legami semplici, doppi e tripli. Ibridazione del C, N ed O (sp3, sp2, sp). Lunghezze ed energie di legame. Elettronegatività e polarizzazione di un legame biatomico. Effetto della polarizzazione sulla reattività. Concetto di elettrofilo e di nucleofilo. Gruppi funzionali: struttura e nomenclatura IUPAC. Alcani, alcheni, alchini, alogenuri alchilici, alcoli, gruppi carbonilici (aldeidi, chetoni), acidi carbossilici. Derivati degli acidi (esteri, cloruri acilici, ammidi, anidridi), ammine, nitrili e composti solforati (mercaptani, solfuri, solfati). Concetto di risonanza e aromaticità: il butadiene e la definizione dei composti aromatici (benzene e omologhi superiori, i PAH), nomenclatura. Nomenclatura di molecole contenenti più di due gruppi funzionali: scala di priorità dei gruppi funzionali. (Nomenclatura IUPAC dei gruppi subordinati). Stereochimica: definizione di stereocentro (o carbonio stereogenico) ed esempi di atomi di carbonio chirali. Enantiomeri, miscele racemiche e diastereoisomeri. Nomenclatura R,S degli stereocentri secondo le regole di Cahn, Ingold e Prelog (CIP); molecole con due o più stereocentri: enantiomeri, diastereoisomeri e composti meso. Potere ottico rotatorio e nomenclatura D,L degli stereocentri (Gliceraleide) Reazioni enantiospecifiche ed enantioselettive, risoluzione di miscele racemiche. Gruppi funzionali: Reattività. ALCANI: analisi conformazionale di molecole semplici lineari e cicliche. Alogenazione radicalica con meccanismo. Considerazioni energetiche (Entalpia ed energia libera di Gibbs). Ordine di stabilità dei radicali alchilici. ALCHENI: meccanismo generale di reattività in presenza di elettrofili (E+) e nucleofili (Nu-); regola di Markovnikov sulla stabilità dei carbocationi Addizione di acidi alogenidrici (idroalogenazione) con meccanismo (stato di transizione e intermedio di reazione), addizione di acqua (idratazione) con meccanismo e concetto di catalizzatore; addizione di bromo molecolare (meccanismo). Idrogenazione degli alcheni ad alcani; epossidazione (Peracidi); rottura ossidativa per ozonolisi; formazione di dioli (OsO4). Reazione di idroborazione degli alcheni (alcol anti-Markovnikov) e idroalogenazione radicalica (anti-Markovnikov). Reattività dei dieni coniugati e concetto di risonanza. ALCHINI: addizione di acidi alogenidrici e di acqua, (effetto della presenza del secondo doppio legame, forme enoliche e tautomeria cheto-enolica). Alogenazione e riduzione ad alcani e alcheni CIS o TRANS. REATTIVITA DEL BENZENE: le sostituzioni elettrofile aromatiche (meccanismo generale). Esempi di Alogenazione, Nitrazione, Solfonazione, Acilazione ed Alchilazione di Friedel-Crafts. Effetto di un sostituente: attivante (orto-para orientante) e disattivante (meta orientante). Sostituzione Nucleofila aromatica: esempio. Sali di diazonio e reazioni di Sandmeyer. ALOGENURI ALCHILICI: Reazioni di Sostituzione nucleofila (Sn) e di Eliminazione (deidroalogenazione). Reazioni monomolecolari e bimolecolari: esempi di Sn1, Sn2, E1, E2 su alogenuri alchilici (meccanismo ed implicazioni stereochimiche). Cenni su alcuni composti organometallici: i composti di Grignard. ALCOLI: reazioni di disidratazione e ossidazioni. Trasformazione dell’ossidrile in gruppo uscente (solfonato) e

relative reazioni di sostituzione. Protezione del gruppo alcolico: formazione dei silil eteri e di acetali. COMPOSTI CARBONILICI: riduzioni del gruppo carbonilico con idruri e via idrogenazione catalitica. Addizione nucleofila su aldeidi e chetoni (idratazione, formazione di chetali, cianidrine, immine ed enammine con meccanismo). Condensazione aldolica: formazione dei beta-idrossicarbonili (meccanismo). Reattività dei carbonili, insaturi (addizione di Michael). ACIDI CARBOSSILICI E DERIVATI: formazione di esteri, ammidi e anidridi a partire da acidi o cloruri acilici. Reazioni di idrolisi acide e basiche (Saponificazione). Reazione di condensazione di Claisen e di Dieckmann (Esteri): formazione dei beta cheto esteri. AMMINE: solubilità e basicità delle ammine. Reazioni di sintesi. Reazione con composti carbonilici. Molecole biologiche:AMMINOACIDI. Struttura e Nomenclatura degli AA naturali e sintesi di peptidi (concetto di gruppo protettivo e di gruppo attivante); punto isoelettrico e solubilità. CARBOIDRATI: dalla gliceraldeide fino agli aldoesosi (glucosio). Fruttosio (chetoesoso). Forme furanosidiche e piranosidiche; carbonio anomerico. Esempi di disaccaridi (saccarosio) e polisaccaridi (cellulosa ed amido). MODULO DI LABORATORIO DI CHIMICA. Le esperienze attualmente proposte sono: 1) diluizione di una molecola colorata ad una concentrazione desiderata e controllo con spettroscopia visibile; determinazione della densità dell’acetone con due sitemi volumetrici diversi 2) Titolazione Redox – standardizzazione del KMnO4 con ossalato e determinazione della purezza di un sale di Mohr; 3) titolazione acido base di acido poliprotico – Titolazione del H3PO4 con indicatori e con pHmetro; 4) Titolazione complessometrica – Standardizzazione dell’EDTA con ZnO e determinazione della durezza dell’acqua; 5) estrazione della caffeina dalle foglie del tè e purificazione mediante cristallizzazione; 6) estrazione dei pigmenti degli spinaci e separazione con colonna cromatografica; 7) riduzione chimica ed enzimatica (lievito) di un chetone prochirale; 8) sintesi di un colorante azoico via formazione del sale di diazonio dell’anilina e copulazione con il 2 idrossinaftalene. Tipologia delle attività didattiche Le lezioni e le esercitazioni sugli argomenti trattati (concernenti la nomenclatura IUPAC e la reattività dei gruppi funzionali) sono tenute frontalmente con la proiezione di slide associata ad un ampio uso della scrittura su fogli di carta contestualmente proiettati sullo schermo. Le esperienze che gli studenti devono eseguire nel laboratorio vengono descritte in dettaglio a lezione e comunque viene fornita la ricetta in laboratorio nel giorno prestabilito. Durante le esperienze la corretta manualità e operatività viene assicurata dalla presenza del docente e di due tecnici Testi e materiale didattico Per consentire agli studenti un adeguato apprendimento vengono fornite le slide usate a lezione e innumerevoli temi di esame che vengono risolti insieme al docente. Inoltre viene suggerito un libro di testo. Modalità di verifica dell’apprendimento Modulo di Chimica Organica: SCRITTO PIU’ ORALE (sostenibile con uno scritto ritenuto sufficiente). STRUTTURA DEL TESTO DELL’ ESAME SCRITTO 10 DOMANDE CHE COMPRENDONO TUTTI GLI ARGOMENTI DEL CORSO. Argomenti delle domande: I - Riconoscimento dei gruppi funzionali II – Nomenclatura: dal nome IUPAC disegnare le molecole (3 per esercizio) III – Nomenclatura: dalla struttura assegnare il nome (IUPAC) (3 per esercizio) IV – Analisi conformazionale su alcani lineari o ciclici. V – Reattività: indicare il meccanismo e prodotti di una reazione specifica. VI – Reattività: 3-4 passaggi di sintesi in cui è indicato il prodotto ma non il reagente VII – Reattività: 3-4 passaggi di sintesi in cui sono indicati i reagenti ma non i prodotti VIII - Domanda su Amminoacidi IX – Domanda sui carboidrati X - Domanda su argomenti vari quali acidità, reattività di un gruppo funzionale, ed altro Orale L’ACCESSO ALL’ORALE E’ CONSENTITO AGLI STUDENTI CHE ABBIANO RAGGIUNTO ALMENO 16/30 NELLA PROVA SCRITTA L’esame orale verte sull’analisi dello scritto e commento degli eventuali errori più domande di approfondimento su meccanismi e reattività. Il voto finale sarà espresso in trentesimi. Modulo di laboratorio. L’esame è solo orale e gli studenti devono presentarsi con una relazione sintetica di quanto da loro svolto in laboratorio. Le domande vertono sulla descrizione di una specifica esperienza con approfondimento di come e perché abbiano eseguito certe operazioni.Il voto finale sarà espresso in trentesimi e con il voto del modulo di chimica organica porterà alla valutazione finale del corso. Orario di ricevimento Il docente è sempre disponibile a fornire spiegazioni agli studenti presso il suo ufficio a seguito della definizione di un appuntamento anche via mail E-mail


ANATOMIA COMPARATA SCV0037



6 BIO/06 40 16 II Italiano

Obiettivi dell’insegnamento e risultati di apprendimento attesi Ci si attende che gli studenti: • abbiano la capacità di raccogliere ed interpretare le nozioni ottenute durante il corso di Anatomia Comparata elaborando giudizi autonomi; • abbiano rielaborato i contenuti appresi in un quadro evoluzionistico; infatti, la biologia ha recentemente goduto di sviluppi conoscitivi ed applicativi straordinari e, anche se ne sono state accentuate le implicazioni mediche ed industriali sminuendone il quadro di riferimento generale, quanto si va scoprendo rafforza l’affermazione del genetista Theodosius Dobzhansky che «in biologia niente ha senso se non alla luce dell’evoluzione». • sappiano comunicare a interlocutori (specialisti e non) informazioni, idee, problemi e soluzioni ottenute e maturate durante il corso con chiarezza, rigore e senso critico; • abbiano sviluppato quelle capacità di apprendimento necessarie per intraprendere studi successivi con un alto grado di autonomia.

Prerequisiti Conoscenza delle basi della citologia e dell'istologia, della biologia animale e vegetale. Contenuti e programma del corso Caratteri generali del phylum dei Cordati e origine dei Vertebrati. Criteri di classificazione dei Vertebrati. Il piano corporeo dei vertebrati ed il concetto di stadio filotipico. Tipi di uova e modalità di riproduzione: oviparità, ovoviviparità, viviparità. La fecondazione. Segmentazione, gastrulazione e neurulazione. Annessi embrionali: sacco vitellino, amnios, corion, allantoide, placenta. Apparato tegumentario. Apparato scheletrico. Apparato muscolare. Apparato circolatorio. Apparato digerente. Apparato respiratorio. Apparato escretore. Apparato genitale. Apparato endocrino. Organi di senso. Sistema nervoso. Tipologia delle attività didattiche Il corso si articola in 40 h di lezione frontali e 16 di laboratorio. In laboratorio verranno esaminate preparazioni istologiche di tessuti embrionali ed adulti. Testi e materiale didattico All’inizio del corso vengono consigliati agli studenti diversi libri di testo (alcuni dei quali con argomenti approfonditi sul sito WEB della casa Editrice). Siti WEB dove trovare pubblicazioni aggiornate sugli argomenti trattati. Le diapositive presentate a lezione sono disponibili sulla piattaforma e-learning. Modalità di verifica dell’apprendimento La verifica delle conoscenze viene condotta mediante una prova orale durante la quale lo studente dovrà dimostrare di aver appreso e compreso gli argomenti trattati, di essere in grado di comunicarli correttamente e di


elaborare giudizi autonomi. Orario di ricevimento 2h settimanali fissate all’inizio di ogni anno accademico; o previo appuntamento.

CORSO INTEGRATO DI GENETICA SCV0343

Docente:

GIORGIO BINELLI (Modulo di genetica)

FRANCESCO ACQUATI (Modulo di tecnologie del DNA ricombinante)


9

6

BIO/18

72

40

-

-

16

II Italiano


Il Corso Integrato di Genetica, strutturato su due moduli in semestri consecutivi, è volto nel primo modulo (Genetica) a rendere familiare lo studente con i meccanismi ereditari della trasmissione dei caratteri, comprendere i meccanismi di base del funzionamento dei geni, con particolare riguardo alla relazione tra tipo di mutazione e fenotipo, infine apprendere i modelli e le tecniche alla base dello studio dei processi evolutivi. Inoltre nel secondo modulo (Tecnologie del DNA ricombinante) lo studente acquisirà la conoscenza delle basi teoriche delle principali tecnologie ricombinanti e degli approcci sperimentali basati sulle medesime. Al termine del corso integrato lo studente sarà in grado di identificare i modelli di trasmissione ereditaria più comuni, di fare previsioni circa la progenie di un incrocio, di formulare semplici modelli circa i processi evolutivi e, in generale, di valutare gli effetti della variazione a livello genetico sui processi biochimici, fisiologici e biologico molecolari. Avrà inoltre la capacità di elaborare un piano sperimentale nell’ambito della moderna ricerca in campo genetico e biologico-molecolare sulla base della conoscenza delle tecniche del DNA ricombinante.

Prerequisiti

Non sono previste propedeuticità, ma si consiglia vivamente di arrivare al corso con conoscenze di Biologia cellulare e di Chimica organica (corsi del I anno) per il modulo di Genetica e con le conoscenze di base di Genetica per il modulo di Tecnologie del DNA ricombinante.

MODULO DI GENETICA:


Genetica classica - 3.5 cfu

o Richiami sulla struttura cellulare in animali e piante; cromosomi, mitosi e meiosi, importanza biologica e genetica della meiosi.

o Il metodo mendeliano. Incrocio di linee pure, F1 ed F2. La segregazione e l’assortimento indipendente. Geni ed alleli, fenotipo e genotipo. Incrocio di un monoibrido; Reincrocio. Incrocio di diibridi e triibridi. Alleli multipli. Analisi mendeliana nell’uomo: alberi genealogici. L’interazione tra geni.



o Cenni di calcolo delle probabilità. Il concetto di test statistico. Le distribuzioni di frequenza, la distribuzione binomiale. Il test del χ2.

o La teoria cromosomica dell’eredità. Gli esperimenti di Morgan, l’eredità legata al sesso. Concatenazione e ricombinazione tra geni. Reincrocio e mappatura. L’incrocio a tre punti.

Genetica di popolazioni - 1.5 cfu

o Popolazione mendeliana, pool genico, frequenze alleliche e genotipiche. La legge di Hardy-Weinberg. o La diversità genetica. Effetti della mutazione, del flusso genico, della selezione e della deriva genetica sul

pool genico delle popolazioni. L’inbreeding, le “F statistics” e il differenziamento tra popolazioni.

Variazioni dell’organizzazione genomica - 0.5 cfu

o Mutazioni cromosomiche: delezioni, duplicazioni, inversioni e traslocazioni. Effetti genetici. o Mutazioni genomiche: variazioni del numero dei cromosomi, poliploidia.

La natura del materiale genetico - 1 cfu

o Identificazione del materiale genetico. Struttura del DNA. Cenni sulla replicazione e trascrizione del DNA.

o Meccanismi di scambio di tipo sessuale nei batteri, trasformazione, coniugazione e trasduzione.

Funzione e struttura del gene - 1.5 cfu

o L’ipotesi un gene-un enzima. o Colinearità gene-proteina. o Il codice genetico: caratteristiche e decifrazione. Universalità. o Mutazioni geniche: base molecolare delle mutazioni e loro frequenza. Reversione e soppressione. I geni

interrotti. Cenni sulla struttura fine del gene negli eucarioti.

Regolazione dell’espressione genica - 1 cfu

o I concetti generali della regolazione. o La regolazione nei procarioti: l’operone lac e l’operone trp in E. coli. o Cenni sulla regolazione negli eucarioti: i micro RNA.


Le attività didattiche saranno sotto forma di lezione frontale. Sono previste alcune lezioni in cui, in presenza del docente, si svolgeranno esercizi sui principali argomenti svolti.


Il docente segnala, a inizio corso, una rosa di testi di Genetica. Altro materiale didattico non è necessario e si consiglia vivamente la frequenza alle lezioni.


La verifica delle conoscenze apprese avviene mediante una prova d’esame orale al termine del corso. Durante la prova, allo studente viene fatto volgere un semplice esercizio volto a verificare la conoscenza della genetica mendeliana e vengono poste domande che ne verifichino le competenze specifiche e gli strumenti logici e metodologici acquisiti nei campi della genetica molecolare, della genetica dei microrganismi e della genetica di popolazioni, oltre alla capacità dello studente di sintetizzare e comunicare le informazioni utilizzando un linguaggio corretto per la materia. La durata media di un esame è di 25-30 minuti e il voto è espresso in trentesimi: l’esame è superato con un punteggio almeno 18/30.

Orario di ricevimento prof. Binelli

Il docente è disponibile ad approfondire gli argomenti trattati previo appuntamento telefonico o via e-mail. Gli studenti possono inoltre sempre contattare il docente via e-mail per questioni relative ad argomenti del corso, non di tipo burocratico/amministrativo (richieste appelli, registrazione esami ecc.).

Calendario delle attività didattiche

Collegamento ipertestuale alla pagina degli orari e sedi del CdS

Appelli d'esame

Collegamento ipertestuale alla bacheca appelli

MODULO DI TECNOLOGIE DEL DNA RICOMBINANTE:


MODULO DI TECNOLOGIE RICOMBINANTI (40 ore, 5 CFU)

o Aspetti storici e teorici del clonaggio molecolare. o Dai plasmidi naturali ai primi vettori di clonaggio. o Gli enzimi di restrizione e modificazione. o Procedure di clonaggio: digestione con enzimi di restrizione, ligazione e trasformazione. o Preparazione ed analisi del DNA ricombinante. o Vettori di clonaggio plasmidici di seconda e terza generazione. o Vettori di clonaggio ad alta capacità: vettori basati sul lambda e sul fago P1, cosmidi, vettori PAC, Yeast

Artificial Chromosomes (YACs) e Bacterial Artificial Chromosomes (BACs). o Aspetti teorici dei saggi di ibridazione molecolare. o Applicazioni dei principi di ibridazione molecolare-1: Southern blot, northern blot e zoo blot.

Ibridazione su colonie ricombinanti. o Applicazioni dei principi di ibridazione molecolare-2: fluorescence in situ hybridization (FISH), RNA in

situ hybridization (RNA ISH), comparative genomic hybridization (CGH), ibridazione su microarray. o Introduzione alla Polymerase Chain Reaction (PCR). o Applicazioni della PCR: Mutation screening e detection, screening di librerie genomiche o a cDNA,

reverse transcription PCR, clonaggio mediante PCR, DOP-PCR, PCR in situ. Cenni sulla digital PCR. o Real-time PCR: aspetti teorici e principali approcci metodologici. o Tecniche di sequenziamento del DNA. Il metodo di Sanger. Principi del sequenziamento automatico.

Introduzione ai principali metodi di next-generation sequencing. o Introduzione alle librerie genomiche. Modalità di costruzione, complessità di una libreria e calcolo dei

genomi equivalenti. Librerie a cDNA. o Approcci di mutagenesi: Overlap-extension PCR, Metodo di Kunkel, mutagenesi a cassetta, error-prone

PCR. Recombineering in cloni ricombinanti batterici. o Teoria ed applicazione dell’RNA interference. o Saggi di trasferimento genico in cellule eucariotiche: trasfezione con calcio fosfato, lipofezione,

elettroporazione, infezione con vettori virali. o Metodi per la definizione delle regioni regolative di un gene: Siti di ipersensibilità alla DNAsi, saggi di

trasferimento genico con geni reporter, DNA footprinting, Electrophoretic Mobility Shift Assay(EMSA).

http://www3.uninsubria.it/pls/uninsubria/consultazione.mostra_pagina?id_pagina=13212

https://uninsubria.esse3.cineca.it/Home.do

o Introduzione agli organismi transgenici. Sistemi modello per la transgenesi. Metodi per la produzione e l’analisi di organismi transgenici murini.

o Sistemi transgenici ad espressione regolata. o Approcci di gene targeting. Gene “knock-out” e “knock-in” in sistemi modello murini. Analisi del

fenotipo e metodi per il gene “knock-out” condizionale. o Mappe genetiche e marcatori molecolari. o Cenni sulla costruzione di mappe fisiche di un genoma.

MODULO DI LABORATORIO DI TECNOLOGIE RICOMBINANTI (1 CFU)

Il modulo di laboratorio è strutturato in 4 lezioni da 4 ore ciascuna, articolate in una prima parte introduttiva seguita da attività di laboratorio effettuate dagli studenti presso i laboratori informatici. Complessivamente, il modulo prevede la pianificazione e la realizzazione da parte degli studenti di un esperimento di clonaggio molecolare in un vettore plasmidico di due frammenti di cDNA corrispondenti alla sequenza codificante completa di due geni umani.

Il programma sperimentale viene svolto con le seguenti modalità:

1a lezione: illustrazione dell’esperimento di clonaggio e pianificazione della strategia sperimentale. Digestione con enzimi di restrizione e de fosforilazione del vettore plasmidico e digestione con enzimi di restrizione dei campioni di cDNA da clonare. Elettroforesi preparativa ed estrazione da gel delle bande di DNA di interesse.

2a lezione: Quantificazione dei campioni di DNA mediante elettroforesi analitica. Pianificazione ed esecuzione della reazione di ligazione. Trasformazione batterica.

3a lezione: valutazione dell’esito dell’esperimento di trasformazione mediante analisi della morfologia e della colorazione delle colonie batteriche. Prelievo di alcune colonie ed allestimento di un reazione di PCR diretta su colonia. Analisi del risultato mediante elettroforesi su gel. Inoculo in terreno liquido delle colonie risultate positive all’analisi per PCR.

4a lezione: estrazione di DNA plasmidico dalle colture batteriche e analisi elettroforetica per valutare l’esito finale del programma sperimentale. Discussione dei risultati.


Il corso prevede lezioni frontali (5 CFU) ed esercitazioni di laboratorio (1 CFU)

Nelle ore di lezione frontale il trattamento degli argomenti è svolto con l’ausilio di presentazioni proiettate in aula, integrate sovente dalla proiezione di brevi filmati didattici. Nel corso del modulo di laboratorio, ad ogni studente viene assegnata una postazione di lavoro dotata di tutte le attrezzature (pipettatori, puntali, provette, reagenti, enzimi, ecc…) per lo svolgimento autonomo delle esercitazioni. Viene inoltre fornito ad ogni studente un fascicolo per ogni singola esercitazione da svolgere. Nel corso del modulo di laboratorio è assicurata l’assistenza continua in aula da parte del docente e di uno o più esercitatori. Nel corso del modulo di laboratorio sono previsti tempi morti, in cui gli studenti dovranno attendere il completamento di una particolare fase sperimentale. Tali periodi di tempo verranno utilizzati dal docente per stimolare la discussione con o tra gli studenti circa gli aspetti teorici e pratici dell’esercitazione in corso e per proporre agli studenti problemi teorici o pratici su argomenti inerenti al programma sperimentale, da risolvere in tempo reale.


Il materiale didattico per le lezioni frontali di questo corso viene periodicamente aggiornato e consiste nelle slides che vengono presentate a lezione dal docente, nei supporti audiovisivi proiettati in aula e in articoli scientifici inerenti gli argomenti trattati a lezione.

Per il modulo di laboratorio vengono fornite schede tecniche e fascicoli con il programma sperimentale delle singole sessioni, eventualmente integrati da articoli scientifici.

Tutto il materiale didattico sopra citato viene messo a disposizione degli studenti sulla piattaforma e-learning. Al termine di ogni lezione viene inoltre inserito sulla piattaforma e-learning un esercizio di “brain training” inerente un argomento trattato a lezione.

Libri di testo consigliati:

Watson – Caudy – Myers - Witkowski “DNA ricombinante” - Zanichelli

Può essere prevista l’adozione di altri libri di testo per consultazione, la cui scelta è soggetta a variazione a seconda dell’introduzione di novità editoriali sul mercato dei testi universitari.


L’apprendimento viene verificato mediante un approfondito colloquio orale, finalizzato all’accertamento dell’acquisizione da parte dello studente delle conoscenze e delle abilità attese.

Nel corso della prova di esame orale, è previsto l’accertamento della capacità di analisi critica e di autonomia di giudizio degli studenti sugli argomenti principali del corso (non meno di 3 domande). Inoltre sarà richiesta la conoscenza degli argomenti trattati a lezione, riassunti nel materiale didattico disponibile sul sito e-learning (non meno di 3 domande). In sede di esame sarà infine chiesta ad ogni studente la soluzione di un problema “brain training” scelto dal docente tra quelli inseriti nella piattaforma e-learning.

Il giudizio finale comporta l’attribuzione di un voto finale espresso in trentesimi e terrà conto dell’esattezza e della qualità delle risposte (70%), della capacità di motivare adeguatamente affermazioni, analisi e giudizi (20%) e dell’abilità comunicativa mostrata durante il colloquio (10%).

Orario di ricevimento prof. Acquati

Previo appuntamento telefonico o via e-mail, presso lo studio del Docente oppure durante lo svolgimento del corso negli orari che precedono e seguono la lezione.

CORSO INTEGRATO DI BIOCHIMICA SCV0358

Docente:

LOREDANO POLLEGIONI (modulo di Biocihimica)

LUCIANO PIUBELLI (Modulo di Metologie biochimiche)


9

6

BIO/10

64

32

12

32

II Italiano

Obiettivi dell'insegnamento e risulatati di apprendimento attesi

Presentazione

L’insegnamento “Corso Integrato di Biochimica e Metodologie Biochimiche” si colloca al secondo anno ed è parte della formazione molecolare di base del laureato in biologia e biotecnologie. Il corso si compone di due moduli: il primo di essi (Modulo di Biochimica) introduce lo studente alla comprensione del rapporto struttura-funzione delle macromolecole biologiche, ai meccanismi molecolari dei fenomeni biologici e alla loro



regolazione. La descrizione del metabolismo avverrà sia a livello qualitativo che in termini quantitativi. Il Modulo di Biochimica prevede l’introduzione del concetto di patologia come alterazione biomolecolare, così come pone le basi per le possibilità terapeutiche basate su una azione mirata a livello molecolare. Il secondo Modulo (di Metodologie Biochimiche) ha lo scopo di descrivere i principi teorici di funzionamento e le principali applicazioni pratiche delle maggiori metodiche preparative e analitiche attualmente utilizzate nel campo della ricerca biochimica e biologico-molecolare, con particolare riferimento allo studio strutturale e funzionale degli enzimi.

Obiettivi formativi

Il Modulo di Biochimica è orientato alla descrizione della struttura e della funzione delle principali classi di biomolecole (proteine, acidi nucleici, zuccheri e lipidi), così come alla presentazione del complesso intreccio tra le vie metaboliche (cataboliche e biosintetiche). Questo Modulo si propone di offrire le basi per una dettagliata conoscenza molecolare della vita e per le moderne applicazioni biotecnologiche di organismi e biomolecole. Nel Modulo di Metodologie Biochimiche vengono esplicitati ed esemplificati i possibili diversi utilizzi di ciascuna delle tecniche descritte, anche con l’utilizzo di esempi comuni nella pratica del laboratorio di biochimica, con lo scopo di fornire agli studenti la possibilità di imparare a scegliere di volta in volta le migliori soluzioni ai problemi teorici e pratici che ci si trova ad affrontare nella pianificazione e nell’esecuzione degli esperimenti in campo biochimico.

Conoscenza e capacità di comprensione:

- acquisire gli elementi fondamentali della Chimica Biologica come base per la comprensione dei principali meccanismi fisiologici di assimilazione, trasformazione ed escrezione delle sostanze nutritive

- possedere le informazioni necessarie per la comprensione delle basi molecolari e metaboliche di patologie umane e disfunzioni correlate alla alimentazione

- conoscere le basi chimiche e strumentali delle principali metodologie analitiche e preparative delle biomolecole.

- acquisire le basi teoriche delle metodologie sperimentali descritte e sviluppare la capacità di valutare di volta in volta le migliori soluzioni per il raggiungimento degli obiettivi sperimentali definiti in fase di progettazione della ricerca.

Capacità di applicare conoscenza e comprensione:

- saper applicare le conoscenze acquisite di chimica e di biologia cellulare alla analisi delle basi molecolari della funzionalità dell'organismo umano e della sua integrazione con l'ambiente

- abilità a cogliere le interconnessioni tra strutture macromolecolari e metabolismo nella loro interdipendenza e regolazione

- acquisire la capacità di svolgere praticamente gli esperimenti affrontati nella parte in laboratorio.

Autonomia di giudizio:

abilità a comprendere e discutere criticamente le alterazioni di processi metabolici che portano a disfunzioni patologiche o a potenziali applicazioni biotecnologiche

abilità a comprendere e discutere criticamente i risultati ottenuti da esperimenti nel campo della ricerca biochimica anche allo scopo di utilizzarli come base di partenza per la pianificazione e la realizzazione degli esperimenti successivi.

Abilità comunicative:

- dimostrare capacità di estrarre e sintetizzare l'informazione rilevante

- dimostrare di saper comunicare in maniera efficace sia oralmente che in forma scritta

- dimostrare abilità di riassumere e presentare l'informazione (anche in termini matematici e grafici)

- dimostrare di essere in grado di saper comunicare e presentare efficacemente, con obiettività e utilizzando un adeguato linguaggio scientifico le informazioni e i risultati sperimentali ottenuti e di trarre da essi le opportune conclusioni.

Capacità di apprendimento:

- capacità di leggere, comprendere e commentare un testo scientifico di biochimica

- abilità ad utilizzare queste conoscenze per valutare criticamente gli obiettivi e/o i risultati di un progetto di ricerca di ambito biochimico secondo sia l’approccio quantitativo che qualitativo.

Prerequisiti

Propedeuticità: aver sostenuto l’esame di Chimica Generale e di Chimica Organica.

Pre-requisiti: conoscenze di Biologia cellulare, di Chimica generale e, soprattutto, di Chimica organica.


Modulo di Biochimica (9 CFU)

Macromolecole Biologiche – 2 CFU (16 ore):

- La composizione elementare dell'organismo: Macro- e oligoelementi: proprietà chimiche, ruolo biochimico e meccanismi di omeostasi.

- L'acqua e le soluzioni acquose: Proprietà chimico-fisico dell'acqua. Solubilità di composti inorganici ed organici nell'acqua. Proprietà colligative delle soluzioni acquose. La pressione osmotica. Osmolarita. Equilibrio acido-base. L'omeostasi dell'idrogenione nei fluidi biologici: sistemi tampone fisiologici.

- Amminoacidi e Proteine: a) Struttura, proprietà chimiche e punto isoelettrico. I venti amminoacidi proteogenici. II legame peptidico. Importanza biologica degli amminoacidi e dei peptidi non proteici. Cenni sulle principali metodiche analitiche e preparative di amminoacidi e peptidi: la cromatografia e I'elettroforesi. b) Livelli di organizzazione strutturale delle proteine e interazioni stabilizzanti. II significato biologico dei cambiamenti conformazionali. La denaturazione delle proteine. Classificazione delle proteine. Cenni sulla struttura e funzione di alcune proteine: le proteine respiratorie (emoglobina e mioglobina); le proteine plasmatiche (albumina e globuline); le immunoglobuline; il collagene, le proteine muscolari (miosina e actina); le proteine e I'alimentazione. Cenni sulle principali tecniche di analisi della struttura delle proteine.

- Carboidrati: Principali aldosi e chetosi. Chiralità e stereoisomeria. Forme aperte e cicliche del ribosio, glucosio, galattosio, mannosio, fruttosio. Legame glicosidico. Principali oligosaccaridi di interesse alimentare: saccarosio, maltosio e lattosio. Polisaccaridi e proprietà chimico-fisiche (glicogeno, amido, cellulosa e altri componenti della fibra alimentare). Cenni sulle principali tecniche di analisi qualitativa e quantitativa.

- Lipidi: Classificazione. Acidi grassi: struttura, classificazione, proprietà chimico-fisiche. Trigliceridi. Glicerofosfolipidi (acidi fosfatidici, cefaline, lecitine) e sfingolipidi. Gli steroli: classificazione, struttura e funzione del colesterolo, acidi biliari e ormoni steroidei. Le membrane biologiche e il trasporto di membrana: meccanismi di trasporto facilitato. Pompe e canali ionici.

- Nucleotidi e acidi nucleici: Definizione di nucleoside, nucleotide e nucleotide ciclico. Cenni sulle funzioni biochimiche dei nucleotidi. Cenni sulla struttura degli acidi nucleici.

Il metabolismo – 4 CFU (32 ore):

- Gli enzimi: Cinetica chimica e catalizzatori biologici. Nomenclatura e classificazione degli enzimi. Specificità di substrato. Esempi di meccanismi catalitici: la chimotripsina. Enzimi digestivi. Cinetica enzimatica e unità di misura dell'attività enzimatica. Dosaggio enzimatico. Fattori che influenzano I'attività enzimatica (pH, temperatura, agenti denaturanti). Cofattori enzimatici. Enzimi regolatori (enzimi allosterici, modificazione covalente etc) L’inibizione enzimatica. Gli isoenzimi.

- Introduzione al metabolismo: Parametri termodinamici biochimici. Produzione, interconversione e consumo di energia nelle cellule. Reazioni chimiche accoppiate. Molecole ad alta energia di trasferimento. L'ATP come trasportatore universale di energia metabolica. L'ossigeno, le ossidazioni biologiche. I nucleotidi piridinici come trasportatori di potere riducente. Anabolismo e catabolismo. Compartimentazione delle vie metaboliche.

- Metabolismo dei carboidrati: cenni sulla digestione e I'assorbimento dei glucidi. La glicolisi e I'ossidazione del piruvato (tappe, significato e regolazione, bilancio energetico). La fermentazione alcolica e lattica. Glicogenolisi (tappe e regolazione). Gluconeogenesi (tappe, significato e regolazione). II ciclo di Cori. La via del pentoso fosfato (tappe, significato e regolazione). Glicogenosintesi (tappe, significato e regolazione). Glicemia e glicosuria. La fotosintesi.

- II metabolismo terminale: Ciclo degli acidi tricarbossilici (tappe, significato e regolazione, bilancio energetico). La fosforilazione ossidativa (i componenti della catena respiratoria, inibitori e disaccoppianti).

- Metabolismo dei lipidi: cenni sulla digestione e I'assorbimento dei lipidi. Attivazione degli acidi grassi e loro trasporto all'interno della matrice mitocondriale. Beta-ossidazione degli acidi grassi saturi (tappe, significato e regolazione, bilancio energetico). Metabolismo del propionilCoA. Metabolismo dei corpi chetonici. Biosintesi degli acidi grassi (tappe, significato e regolazione). Cenni del metabolismo del colesterolo.

- Metabolismo delle proteine: cenni sulla digestione e I'assorbimento delle proteine. Amminoacidi essenziali e significato alimentare delle proteine. Catabolismo degli amminoacidi (transaminazione, deaminazione ossidativa). Destino metabolico dell'ammoniaca (sintesi della glutammica, dell'alanina e del carbamilfosfato). II ciclo dell'urea (tappe, significato e regolazione).Aminoacidi glicogenici e chetogenici

- Metabolismo dei nucleotidi: generalità sul catabolismo dei nucleotidi piridinici e purinici.

Integrazione del metabolismo e signalling cellulare – 1.25 CFU (10 ore):

- Meccanismi di controllo metabolico: Principali meccanismi di regolazione del metabolismo. Enzimi allosterici. Regolazione dell'attività enzimatica. La regolazione ormonale: definizione, natura chimica e meccanismo d'azione degli ormoni. Ciclo alimentazione-digiuno. La nutrizione. La malattia diabetica. Le vitamine: Vitamine liposolubili e il loro ruolo biochimico. Le vitamine idrosolubili e il loro ruolo biochimico

- I meccanismi di signalling: ormoni e neurotrasmettitori. Recettori. Segnali ormonali: insulina, glucagone, adrenalina. Secondi messaggeri: cAMP, cGMP, Ca++, IP3, DAG. Le proteine G e gli apparati di trasduzione dei segnali. Le cascate del cAMP e dell'inositolo trisfosfato. Il cGMP e l'NO (cenni).

Il metabolismo informazionale – 0.75 CFU (6 ore)

- La replicazione del DNA: I componenti proteici. Reazione della DNA polimerasi: i sistemi di controllo.

- La trascrizione del DNA: I componenti proteici. Reazione della RNA polimerasi.

- La sintesi proteica: I ribosomi, i tRNA e i fattori solubili. Attivazione degli amminoacidi e reazioni delle diverse fasi della biosintesi. I porcesso post-traduzionali (cenni).

Esercitazioni di calcolo in aula – 1 CFU (12 ore):

- sistemi tampone ed equazione di Henderson-Hasselbach applicata a molecole biologiche

- calcolo della variazione di energia libera associata a reazioni del metabolismo: ΔG, ΔE e Keq

- L’attività enzimatica: determinazione dei parametri cinetici e dell’inibizione

- Bilanci energetici relativi al metabolismo di carboidrati, proteine e lipidi

Modulo di Metodologie Biochimiche (6 CFU)

Parte teorica (lezioni frontali, 32 ore, 4 CFU).

Per ciascuna delle tecniche sotto elencate vengono forniti i principi teorici e adeguati esempi di applicazione in campo biochimico e biologico.

Introduzione al corso. La progettazione dell'indagine. Unità di misura, concentrazione e attività. Tecniche preparative e analitiche. Scelta del metodo analitico. Errori sperimentali e metodi di calibrazione. Cenni su colture di microrganismi e di cellule animali.

Tecniche elettrochimiche: misura del pH e del consumo di ossigeno (elettrodo di Clark).

Centrifugazione. Equazioni della sedimentazione. Tipi di centrifughe e di rotori. Centrifugazione preparativa differenziale e in gradiente. Cenni all'ultracentrifugazione analitica.

Purificazione delle proteine: Metodi per la frantumazione delle cellule e dei tessuti. Parametri di una purificazione: attività specifica; grado di purificazione; resa. Metodi per la determinazione della concentrazione proteica. Passaggi preliminari di purificazione: chiarificazione, dialisi. Precipitazione al calore e al pH. Frazionamento con sali o solventi organici. Concentrazione per ultrafiltrazione.

Tecniche cromatografiche: principi generali. I componenti di un sistema cromatografico. Tipi di cromatografie (a partizione, idrofobica, a scambio ionico, per affinità). FPLC. HPLC: rette di calibrazione, standard esterni e interni.

Tecniche elettroforetiche. Elettroforesi di acidi nucleici e proteine. SDS-PAGE, isoelettrofocalizzazione, elettroforesi bidimensionale e capillare. Western blot.

Tecniche spettroscopiche. Spettrofotometria UV-Vis e IR, spettrofluorimetria. Dicroismo Circolare. Cenni sulle altre tecniche spettroscopiche (Raggi-X, NMR, EPR).

Tecniche basate sull’uso degli enzimi e dosaggi enzimatici.

Tecniche immunochimiche.

Tecniche radioisotopiche: cenni al decadimento delle sostanze radioattive. Misurazione della radioattività in campioni solidi e liquidi. Camere di ionizzazione, contatore Geiger e metodi basati sulla scintillazione. Autoradiografie. Cenni sulla protezione dalle radiazioni.

Cenni sulla spettrometria di massa.

Metodi di biologia molecolare di uso comune nella pratica biochimica. Metodi per l'ingegnerizzazione e per l’espressione eterologa delle proteine ricombinanti.

Attività pratiche in laboratorio (32 ore, 2 CFU):

L’attività pratica in laboratorio verterà sulla purificazione e sulla caratterizzazione strutturale e funzionale di base di un enzima ricombinante. Tutte le attività verranno svolte alla presenza e sotto la supervisione del docente.

Rottura delle cellule e ottenimento dell’estratto grezzo. Retta di taratura del reattivo del biureto.

Purificazione dell’enzima dall’estratto grezzo mediante cromatografia di affinità. Dosaggio della concentrazione delle proteine totali nell’estratto grezzo mediante il metodo del reattivo del biureto.

Determinazione dell’attività enzimatica nell’estratto grezzo e nell’enzima purificato mediante dosaggio accoppiato con metodo colorimetrico. Determinazione della concentrazione dell’enzima puro mediante metodo spettrofotometrico.

Calcolo dei parametri della purificazione: resa, attività specifica, fattore di purificazione.

Analisi elettroforetica mediante PAGE in condizioni denaturanti (SDS-PAGE) e trasferimento delle proteine su membrana di nitrocellulosa (Western blot). Immunodecorazione con anticorpi specifici.

Determinazione della massa molecolare dell’enzima purificato mediante retta di taratura ottenuta dall’analisi dell’SDS-PAGE.

Analisi elettroforetica mediante PAGE in condizioni native: zimogramma.

Determinazione dei parametri cinetici allo stato stazionario.

Determinazione dell’attività enzimatica su substrati alternativi.

Discussione e analisi critica dei risultati ottenuti.


Modulo di Biochimica

Lezioni frontali del docente: 64 ore

Esercitazioni di calcolo in presenza del docente: 12 ore

Modulo di Metodologie Biochimiche

Lezioni frontali del docente: 32 ore

Attività pratiche in laboratorio (in gruppo) in presenza del docente: 32 ore.


Slide lezioni: scaricabili dal sito Elearning

Esercizi: scaricabili dal sito Elearning

Attività pratiche in laboratorio: dispense fornite dal docente e slide scaricabili dal sito Elearning.

Testi:

Modulo di Biochimica (uno a scelta)

Berg J., Timoczcko J.L., Stryer L., “BIOCHIMICA” (Zanichelli)

Voet D., Voet J.G. Pratt C.W., “FONDAMENTI DI BIOCHIMICA” (Zanichelli)

Nelson D.L., Cox M.M., “I PRINCIPI DI BIOCHIMICA DI LEHNINGER” (Zanichelli)

Garrett, Grisham "PRINCIPI DI BIOCHIMICA" (PICCIN)

Matthews, Van Holde, Ahern, “Biochimica” (Casa Editrice Ambrosiana)

Baynes J.W., Dominiczak M.H., “Biochimica per le discipline biomediche” (Elsevier)

Campbell M.K., Farrell S.O., “BIOCHIMICA” 4a ed. (EdiSES)

Modulo di Metodologie Biochimiche (uno a scelta)

Bonaccorsi di Patti M.C., Contestabile R., Di Salvo M.L., “METODOLOGIE BIOCHIMICHE”, Casa Editrice Ambrosiana, 2012.

Stoppini M., Bellotti V., “BIOCHIMICA APPLICATA”, EdiSES, 2012.


Modulo di Biochimica

L’esame è volto a valutare le capacità raggiunte dallo studente in relazione a:

1. conoscenza e comprensione

2. capacità di applicare le conoscenze acquisite per cogliere le interconnessioni fra i diversi cicli metabolici e ragionare in maniera autonoma sulle problematiche della regolazione del metabolismo energetico, materiale ed informazionale. Capacità di estrarre informazione da un testo e di individuare gli aspetti critici.

3. possesso di conoscenze di carattere quantitativo per descrivere anche a livello matematico i fenomeni biochimici.

In dettaglio:

- Esame scritto: lo studente sarà chiamato ad utilizzare le conoscenze relative alle sezioni “Macromolecole

biologiche” e alle “Esercitazioni di calcolo” del programma in una verifica scritta organizzata secondo: a) quattro quesiti inerenti la struttura delle macromolecole biologiche (a cui viene attribuita metà della valutazione in termini quantitativi), b) due problemi (a cui viene attribuita metà della valutazione in termini quantitativi). L’esito dell’esame sarà in trentesimi: la prova si ritiene superata con una votazione di almeno 18/30.

- Il superamento della prova scritta permetterà di sostenere la prova orale. Nella prova orale lo studente sarà

chiamato ad utilizzare le conoscenze relative alle sezioni “Il metabolismo “, “Integrazione del metabolismo e

signalling cellulare” e “Il metabolismo informazionale” del programma dimostrando la conoscenza delle reazioni relative ai cicli metabolici, e alla loro interrelazione e regolazione. L’esito dell’esame sarà in trentesimi: la prova si ritiene superata con una votazione di almeno 18/30. Il voto finale sarà la media aritmetica dell’esito delle singole prove.

Modulo di Metodologie Biochimiche

L’esame è volto a valutare le capacità raggiunte dallo studente in relazione alla conoscenza e comprensione delle basi teoriche e delle applicazioni in campo biologico delle diverse metodologie preparative e analitiche trattate durante le parte teorica del corso, mediante un esame scritto che prevede 3-4 domande a risposta aperta (2/3 del punteggio totale dell’esame) e 8-10 quesiti a risposta multipla (1/3 del punteggio totale dell’esame), da effettuarsi nel tempo di 90 minuti.

La valutazione della comprensione delle problematiche affrontate durante le attività pratiche svolte in laboratorio, comprensive della capacità di comunicazione, presentazione, discussione e analisi critica dei risultati ottenuti, verrà effettuata sulla base della valutazione di una relazione stilata singolarmente da ogni studente al termine dei laboratori pratici.

L’esito dell’esame sarà in trentesimi: entrambe le prove si ritengono superate se si raggiunge una votazione pari ad 18/30. Il voto finale del Modulo sarà la media aritmetica dell’esito delle singole prove.

Il voto complessivo del Corso Integrato sarà la media aritmetica dei voti dei singoli moduli pesata sulla base dei CFU di ciascun Modulo.


Preferibilmente su appuntamento (mediante richieste via e-mail). I docenti rispondono solo alle e-mail firmate e provenienti dal dominio @uninsubria.it. Non si risponde a richieste di conferma di informazioni già disponibili - ad esempio richiesta conferma della data appello di esame.

I docenti sono disponibili ad incontri di approfondimento per gruppi di studenti.

FISIOLOGIA SCV0054

Docente: ELENA BOSSI


9 BIO/09 72 II Italiano

Obiettivi dell’insegnamento e risultati di apprendimento attesi Gli obiettivi dell’insegnamento comprendono: - l’acquisizione della conoscenza dei processi fisiologici degli organismi animali ai diversi livelli di complessità: molecolare, cellulare, sistemico e di organismo. - il raggiungimento di una buona padronanza del corretto linguaggio scientifico e di quello proprio della disciplina. - il raggiungimento di capacità di valutazione della rilevanza dei sistemi fisiologici in diversi contesti applicativi, ad esempio ambientale e biomedico - la capacità di interpretare e valutare dati sperimentali e grafici illustrativi delle caratteristiche funzionali degli esseri viventi - la capacità di comunicare informazioni attraverso grafici e figure, nonché l’utilizzo di strumenti di studio multimediali: testi cartacei, audio-lezioni, simulazioni video, accesso ad informazioni on-line. Prerequisiti L’insegnamento richiede la conoscenza degli argomenti propedeutici generali trattati negli insegnamenti di Matematica, Fisica, Chimica generale ed organica, Biologia cellulare. E’ fortemente auspicata una buona conoscenza della lingua inglese. Contenuti e programma del corso

Introduzione. Temi centrali della fisiologia. Il principio di omeostasi. Il concetto di retroazione. Permeabilità e trasporto. Composizione delle membrane cellulari. Organizzazione della membrana. Permeabilità delle membrane. Meccanismi di permeazione passiva. Trasporto attivo. Trasporto attraverso gli epiteli. Ioni ed eccitamento. Proprietà elettriche passive delle membrane. Equazioni di Nernst e di Goldman. Equilibrio di Donnan. Potenziale di riposo e potenziale d'azione. Voltage-clamp. I canali ionici. Patch-clamp e le correnti di singolo canale. Propagazione e trasmissione di segnali. Le cellule nervose. La propagazione degli impulsi nervosi. Il concetto di sinapsi. Sinapsi elettriche e chimiche. Recettori e canali postsinaptici. Neurotrasmettitori. Il rilascio del mediatore. L'integrazione sinaptica. Plasticità sinaptica. Meccanismi sensoriali. Organi e cellule sensoriali. Codifica dell'intensità dello stimolo. Chemorecezione. Meccanorecezione. Termorecettori. Fotorecettori. Pigmenti visivi. Muscoli e movimento. Struttura del sarcomero e teoria dello slittamento dei filamenti. Ruolo del calcio nella contrazione. Accoppiamento elettromeccanico. Proprietà meccaniche del muscolo. Muscolo cardiaco e muscolo liscio. Elaborazione neurale e comportamento. I sistemi nervosi dei vertebrati. Sistema nervoso centrale. Sistema nervoso simpatico e parasimpatico. Messaggeri e regolatori chimici. Meccanismi di trasduzione transmembrana. Il concetto di "primo" e di "secondo" messaggero. Classificazione degli ormoni. Sistemi endocrini dei vertebrati. Ormoni metabolici e dello sviluppo. Regolazione dell’acqua e degli elettroliti. Ormoni sessuali e cicli riproduttivi. Ritmi circadiani e orologi biologici Cuore e circolazione. Schema generale del sistema cardiocircolatorio. Attività elettrica e proprietà meccaniche del cuore. Emodinamica. Sistemi arterioso, venoso e linfatico. Capillari. Controllo cardiovascolare da parte del


sistema nervoso centrale. Lo scambio dei gas. Ossigeno ed anidride carbonica nel sangue. Pigmenti respiratori. Il polmone dei vertebrati. Controllo nervoso della respirazione. Osmoregolazione ed escrezione. Equilibrio dell’acqua e dei Sali, Organi deputati all’osmoregolazione. Il rene dei vertebrati. L’ansa di Henle e i moltiplicatori controcorrente. Escrezione di residui azotati. Alimentazione, digestione, assorbimento. Sistemi alimentari. Molecole nutrienti. Canale alimentare. Fasi digestive. Motilità del canale alimentare. Secrezioni gastrointestinali. Assorbimento intestinale.

Metabolismo e relazioni termiche, termoregolazione Tipologia delle attività didattiche Lezioni frontali in presenza: 72 ore Testi e materiale didattico Testo di riferimento “Fisiologia” E. D’Angelo & A Peres, Edi-Ermes Milano 2011 Materiale didattico complementare sul sito e-learning Modalità di verifica dell’apprendimento L’apprendimento è verificato tramite esame orale finale. L’esame orale permette innanzitutto di verificare l’acquisizione del corretto del linguaggio scientifico e di quello proprio della disciplina. Oltre a dimostrare la conoscenza dei processi fisiologici, lo studente è invitato a valutarne le implicazioni in diverse condizioni ambientali, patologiche e di attività. L’esposizione orale deve essere corredata da grafici ed illustrazioni che permettono di apprezzare le capacità di giudizio dello studente. Il voto è espresso in trentesimi sulla base della valutazione della Commissione d’esame con riferimento agli aspetti sopra esposti. Orario di ricevimento Presso lo studio del docente. Un’ora alla settimana. Attualmente ogni venerdì h: 11.00 -12.00

CORSO INTEGRATO DI BIOLOGIA MOLECOLARE SCV0061

Docente: NICOLETTA LANDSBERGER


9 BIO/11 72 - - II Italiano


Il corso si propone di fornire le conoscenze fondamentali dei meccanismi molecolari che all’interno delle cellule procariotiche, eucariotiche e dei virus regolano e sottendono il mantenimento dell’informazione genetica e il flusso dell’informazione genetica. Inoltre, il corso vuole fornire agli studenti la conoscenza delle principali tecniche di biologia molecolare e la capacità di farne un corretto uso nel cercare la risoluzione teorica di specifici problemi biologici, ricordandosi di allestire in ogni fase sperimentale gli opportuni controlli positivi e negativi.

Prerequisiti

L’allievo che accede a questo insegnamento deve avere nozioni di biochimica e genetica.


1. Macromolecole biologiche: DNA, RNA, proteine (struttura, funzione e tecniche di purificazione). 2. Organismi modello per gli studi di biologia molecolare. 3. Principali tecniche di biologia molecolare per l’analisi di DNA, RNA e proteine e per la loro

manipolazione (ibridazione degli acidi nucleici, Southern, Northern, in situ hybridization, sequenziamento del DNA, PCR, qPCR, principi base di ingegneria genetica, SDS-PAGE, western blot, produzione di anticorpi mono e policlonali, HIC, Ip, ChIP,Tag. Un accenno alla trascrittomica).

4. Topologia del DNA e topoisomerasi.


5. La condensazione dela cromatina negli eucarioti: struttura dei nucleosomi e livelli superiori di condensazione.

6. Replicazione del DNA nei fagi, procarioti ed eucarioti. 7. La trascrizione nei procarioti: struttura dell’apparato trascrizionale, dei promotori e meccanismi di

regolazione. 8. La trascrizione negli eucarioti: struttura degli apparati trascrizionali, dei promotori e meccanismi di

regolazione. 9. Splicing dell’RNA: meccanismi molecolari e vantaggi evolutivi. 10. La traduzione nei procarioti descritta molecolarmente nei suoi passaggi fondamentali e nei meccanismi

di regolazione. 11. Breve accenno alla traduzione eucariotica enfatizzando le differenze rispetto ai procarioti. 12. Riparazione del DNA 13. Ricomibinazione 14. Trasposizione.

Tutti gli argomenti sviluppati comprenderanno la spiegazione di alcuni approcci sperimentali volti a comprendere l’origine delle conoscenze attuali b.


Lezioni frontali.


Agli studenti verranno forniti in aula i pdf delle lezioni impartite. Inoltre viene suggerito l’acquisto di uno dei seguenti testi di biologia molecolare:

1. MM Cox, Jennifer A. Doudna, MO’Donnel Biologia Molecolare principi e tecniche. Zanichelli 2. Watson JD, Baker TA, Bell SP, Gann A. Levine M. Losick Biologia molecolare del gene Sesta edizione

Zanichelli.


Esiste il solo esame finale, che accerta l’acquisizione delle conoscenze tramite lo svolgimento di una prova scritta. Lo scritto si basa su brevi domande aperte e/o domande a risposta multipla coprenti l’intero programma. I candidati che abbiano riportato nella prova scritta un punteggio pari o superiore a 26 potranno optare per una prova orale volta al raggiungimento del massimo punteggio.


Il docente è sempre disponibile a ricevere gli studenti previo appuntamento preferibilmente via mail o per telefono.


MICROBIOLOGIA GENERALE SCV0090

Docente: PAOLA BARBIERI


9 BIO/19 64 6 8 III Italiano


Obiettivi dell’insegnamento e risultati di apprendimento attesi Al termine del corso lo studente dovrà aver acquisito competenze teoriche e operative relative alla biologia dei microrganismi, conoscere ed essere in grado di utilizzare le tecniche fondamentali, convenzionali e molecolari, per l’isolamento, l’identificazione e lo studio dei procarioti. Dovrà essere in grado di progettare ed analizzare i dati di semplici esperimenti e comunicarli utilizzando un linguaggio scientificamente corretto. Dovrà inoltre essere in grado di collegare i diversi argomenti trattati anche con le discipline propedeutiche al corso e avere consapevolezza delle possibilità di applicazione e delle ricadute della Microbiologia in diversi contesti. Prerequisiti Propedeuticità: Biochimica. Sono inoltre indispensabili diverse nozioni fornite nei corsi di Genetica e di Biologia Molecolare. Contenuti e programma del corso Struttura e funzioni delle cellule procariote. Morfologia, dimensioni, organizzazione. Differenze Batteri, Archea, Eucarioti. La parete: Gram positivi, Gram negativi, Archea. Membrana citoplasmatica; sistemi di secrezione e trasporto. Capsula, strati S. Appendici esterne: flagelli e movimento casuale e orientato; fimbrie e pili. Il protoplasto: citoplasma, ribosomi, nucleoide, corpi di inclusione. Crescita microbica. Composizione elementare della cellula. Categorie nutrizionali. Terreni di coltura: minimi e complessi, selettivi e differenziali. Arricchimento e isolamento in coltura pura. Crescita di popolazioni microbiche: metodi per la determinazione della biomassa e del numero di cellule. Descrizione matematica della crescita. Curva di crescita. Fattori ambientali che influenzano la crescita microbica: temperatura, pH, disponibilità di acqua, disponibilità di ossigeno. Microrganismi estremofili. Metodi fisici e chimici per il controllo della crescita. Metabolismo energetico ed assimilativo. Chemiotrofia. Fermentazione. Respirazione aerobica. Respirazione anaerobica: denitrificazione, desulfuricazione, metanogenesi, omoacetogenesi. Chemiolitotrofia e principali microrganismi chemiolitotrofi. Fotosintesi ossigenica e anossigenica. Metabolismo assimilativo e biosintetico. Assimilazione di composti organici. Assimilazione di CO2. Assimilazione di N combinato, azoto fissazione. Assimilazione di zolfo e fosforo. Classificazione e tassonomia microbica. Sistemi di classificazione. Metodi convenzionali e molecolari per l’identificazione. Cicli degli elementi. Ruolo dei microrganismi nei cicli di C, N, S. Cenni alla degradazione di composti organici naturali e di sintesi in aerobiosi e anaerobiosi. Simbiosi diazotrofe. Esempi di applicazioni in biotecnologie ambientali. Virus. Proprietà generali dei virus. Struttura e organizzazione dei virioni. Moltiplicazione dei virus. Modalità di studio dei virus. Esempi di cicli vitali di batteriofagi e di virus di eucarioti. Genetica batterica. Il genoma dei procarioti; cromosoma, plasmidi, altri elementi genetici accessori. Integrità dell’informazione genetica e generazione di mutazioni. Tipi di mutanti e sistemi di selezione. Trasferimento genico orizzontale: coniugazione, trasformazione, trasduzione. Significato evolutivo della plasticità del genoma. Regolazione dell’espressione genica. Come i batteri percepiscono l’ambiente. I vari livelli di regolazione delle attività cellulari. Regolazione positiva e negativa della trascrizione di operoni anabolici e catabolici. Cenni alla regolazione sovraoperonica e ai sistemi di regolazione globale. Differenziamento. Il differenziamento come risposta adattativa. Formazione di endospore. Differenziamento morfologico e fisiologico: streptomiceti. Comunicazione intercellulare: il quorum sensing. I biofilm batterici. Interazioni microrganismi-uomo. Il ruolo del microbiota dell’uomo. I batteri patogeni: serbatoi e trasmissione. Concetti di patogenicità e virulenza. I fattori di virulenza. Endotossine. Classificazione ed esempi di meccanismi di azione di esotossine. Cenni alle difese dell’ospite. Antibiotici. Microrganismi produttori, classificazione e meccanismo d’azione. Metodi per la determinazione della sensibilità batterica agli antibiotici. Basi biochimiche e genetiche della resistenza batterica. Per ogni argomento verranno citati o descritti i principali gruppi di microrganismi interessati. Tipologia delle attività didattiche Lezioni frontali. Esercitazioni in aula: costruzione di una curva di crescita e calcolo dei parametri descrittivi; flow chart per identificazione batterica. Esercitazioni in laboratorio: Tecniche asettiche, allestimento di colture, conta vitale, terreni e colorazioni differenziali. Testi e materiale didattico Madigan et al., Borck Biologia dei microrganismi. Pearson.

Dehò G., Galli E. Biologia dei microrganismi. CEA Modalità di verifica dell’apprendimento Orale. Votazione in trentesimi. Domande volte a verificare: 1. l’apprendimento e il livello di approfondimento delle nozioni e delle tecniche microbiologiche fondamentali, 2. la capacità di collegare i diversi argomenti, 3. la consapevolezza dei diversi settori di applicazione della microbiologia e delle sue ricadute. Orario di ricevimento Al termine delle lezioni e/o su appuntamento fissato mediante e-mail o telefono

PRINCIPI DI FARMACOLOGIA GENERALE E MOLECOLARE SCV0088

Docente: DANIELA PAROLARO


6 BIO/14 40 - 16 III Italiano

Obiettivi dell’insegnamento e risultati di apprendimento attesi - Acquisizione del concetto di farmaco, delle strategie di ricerca preclinica e clinica per lo sviluppo di nuovi farmaci. - Acquisizione di competenze teoriche e operative dei principi di farmacocinetica. - Comprensione e conoscenza delle procedure metodologiche e strumentali per la studio dell’interazione farmaco recettore e delle risposte farmacologiche. - Comprensione e conoscenza dei principali bersagli proteici dei farmaci : enzimi, sistemi di trasporto, canali ionici, recettori e relativi meccanismi di trasduzione. - Conoscenza dei farmaci che interagiscono col DNA/RNA. - Conoscenza dei meccanismi di regolazione delle risposte recettoriali, concetti di tolleranza e sensitizzazione agli effetti dei farmaci. - Conoscenza dell’utilizzo delle cellule come farmaci. - Le proteine come farmaci. Prerequisiti Conoscenze di base di biochimica , fisiologia e anatomia . Contenuti e programma del corso Modulo frontale Definizione di farmaco, breve storia della farmacologia Ricerca preclinica e sviluppo di nuovi farmaci Metodologia della sperimentazione clinica dei farmaci 1.Farmacocinetica: 1.1 Assorbimento e vie di somministrazione dei farmaci 1.2 Distribuzione dei farmaci 1.3 Il metabolismo e l’eliminazione dei farmaci 2.Le proteine come bersaglio dei farmaci: 2.1 Farmaci ed enzimi 2.2 Farmaci e sistemi di trasporto, 2.3 Farmaci e canali ionici, 2.4 Generalità e proprietà dei recettori 2.5 Caratteristiche dell’interazione farmaco-recettore 2.6 Farmaci agonisti e antagonisti


2.7 Aspetti qualitativi e quantitativi delle risposte ai farmaci: analisi delle curve dose risposta 2.8 Relazione fra interazione farmaco recettore e risposta: teoria dell’occupazione 2.9 Modificazioni della teoria dell’occupazione 2.10 Teoria dell’efficacia e dell’attività intrinseca 2.11 Recettori costitutivamente attivi e agonisti inversi 2.12 Metodi di studio dei recettori: gli studi di binding 2.13 Analisi di scatchard e di Hill 2.14 Controllo della localizzazione dei recettori sulla membrana cellulare 2.15 Trasporto e traffico cellulare dei recettori 3 Recettori di membrana 3.1 Farmaci e recettori canale, 3.2 Farmaci e recettori accoppiati a G proteine, 3.3 Farmaci e recettori tirosin chinasici 4 Farmaci e Recettori intracellulari/intranucleari 5 Meccanismi di regolazione delle risposte recettoriali: 5.1 Definizione dei concetti di adattamento allostasi ed omeostasi 5.2 L’adattamento molecolare cellulare e sistemico 5.3 Effetti dell’esposizione ripetuta alle sostanze: tolleranza, sensibilizzazione, sindrome da cessazione 5.4 La dipendenza come paradigma di adattamento allostatico 6 Gli oligonucleotidi antisenso 7 Le proteine come farmaci 8 Le cellule come farmaci 9 Farmaci e nutrizione Prova pratica Saranno allestite due diverse attività di laboratorio Nel primo caso: Gli studenti (suddivisi in gruppi di numerosità appropriata) utilizzando metodiche in vitro allestiranno sperimentalmente : - la curva dose risposta ad un farmaco, calcoleranno la retta e la ED50 - la curva dose risposta allo stesso farmaco in presenza di un antagonista competitivo, calcolando la modifica della potenza del farmaco in presenza di antagonista. Nel secondo caso: gli studenti ( sempre divisi in gruppi appropriati)utilizzando dati di binding recettoriale presenti in laboratorio, procederanno a calcolare la curva di Scathchard per valutare la Kd e la Bmax. Tipologia delle attività didattiche Modulo frontale: Lezioni frontali in presenza (40 ore). Modulo teorico-pratico: esercitazioni e laboratorio (16 ore). Testi e materiale didattico Come testo guida viene suggerito : F. Clementi e G. Fumagalli “ Farmacologia generale e molecolare” IV edizione UTET. Tutte le diapositive utilizzate per il corso saranno messe a disposizione degli studenti da parte del docente stesso. Modalità di verifica dell’apprendimento L'apprendimento viene verificato mediante colloquio orale della durata di 20 minuti basato su 3 domande, una volta a testare la conoscenza degli aspetti della farmacocinetica, una volta a verificare la conoscenza delle basi quantitative dell’interazione farmaco recettore e dei metodi di studio dei recettori ed una specificatamente dedicata alla descrizione all’interazione molecolare/cellulare tra i farmaci ed uno dei bersagli proteici o genetici descritti nel corso. La votazione finale sarà espressa in trentesimi. Orario di ricevimento Previo appuntamento il lunedì dalle 14.30 alle 16.30. Inoltre il docente è disponibile immediatamente dopo la lezione.

MODELLI ANIMALI SPERIMENTALI SCV0092

Docente: MAGDA DE EGUILEOR


6 BIO/05 48 - - III Italiano


Lo scopo del corso è quello di fornire una conoscenza di base della zoologia con particolare riguardo alla

biodiversità animale. Verranno presi in esame i principali Phyla dai primi organismi eucarioti sino agli animali

pluricellulari di maggiore complessità strutturale. Di questi verranno analizzati gli adattamenti morfofunzionali in

rapporto al loro ambiente di vita ed alla loro storia evolutiva.

I risultati di apprendimento sono così riassunti:

Acquisizione di competenze teoriche e operative con riferimento a:

Biologia degli organismi animali presi come modello di studio

Aspetti morfologico-funzionali

Aspetti cellulari e molecolari

Aspetti biochimici

Meccanismi di riproduzione e di sviluppo

Aspetti ecologici, ambientali

Acquisizione di competenze applicative con riferimento a:

Analisi biologiche

Procedure metodologiche e strumentali ad ampio spettro per la ricerca biologica

Acquisizione di consapevole autonomia di giudizio con riferimento a:

Valutazione ed interpretazione di dati sperimentali di laboratorio

Valutazione della didattica

Acquisizione di adeguate competenze e strumenti per la comunicazione con riferimento a:

Elaborazione e presentazione orale e scritta delle informazioni

Comunicazione in lingua italiana.

Acquisizione di adeguate capacita’ per lo sviluppo e l’approfondimento di ulteriori competenze con riferimento a:

Strumenti conoscitivi di base per l’aggiornamento continuo delle conoscenze

Consultazione di materiale bibliografico

Consultazione di banche dati e altre informazioni in rete

Prerequisiti

Lo studente deve avere conoscenze di base in biologia animale, istologia e citologia, fisiologia, biochimica,

biologia molecolare .


Introduzione al corso

Animali modello come “bioindicatori”

Animali modello utilizzati per lo studio di:

- inquinamento delle acque

- inquinamento elettromagnetico

- insetti e lotta biologica

- nanotubi e nano particelle.

Animali modello (nematodi, insetti) utilizzati per lo studio delle fasi dello sviluppo

Esame di tecniche varie utilizzate nello studio dei modelli



48 ore di lezioni frontali.


Anno per anno vengono forniti gli articoli di approfondimento che vengono proposti durante la lezione.


Prove scritte in itinere e finale. Ogni prova della durata di 2 ore prevede 10 domande aperte. L’attribuzione del

voto finale tiene conto delle valutazioni parziali considerando non solo la conoscenza degli argomenti trattati a

lezione ma anche l’abilità comunicativa e la capacità di motivare adeguatamente quanto affermato.


Per appuntamento.

BIODIVERSITA' ED EVOLUZIONE SCV0094

Docente: GIANLUCA TETTAMANTI




Il corso ha lo scopo di illustrare i processi evolutivi e i pattern da questi generati, con l'obiettivo fondamentale di

sviluppare una visione scientifica della diversità biologica che vada oltre la sua mera descrizione. I pattern di

diversità e gli adattamenti degli organismi al loro ambiente saranno i principali temi di discussione in funzione dei

meccanismi evolutivi. Gli argomenti trattati comprendono la genetica di popolazione, la teoria dell'evoluzione

per selezione naturale, i concetti di fitness e di adattamento, le basi genetiche del cambiamento evolutivo, le

modalità di speciazione, l'evoluzione molecolare, i principi della biologia sistematica, la paleontologia, i pattern

macroevolutivi, i fenomeni di estinzione e i rapporti fra biologia dello sviluppo e processi evolutivi. Attraverso la

discussione dei temi principali della biologia evoluzionistica lo studente comprenderà i motivi che fanno di

questa disciplina il tema centrale unificante della biologia.

Risultati di apprendimento attesi al termine del corso: lo studente dovrà essere in grado di descrivere i processi

che hanno portato all'evoluzione della biodiversità attuale, e di correlare il piano organizzativo delle principali

strutture corporee ad aspetti adattativi ed evolutivi. Dovrà inoltre avere acquisito i principali concetti, criteri e

metodi dell’evoluzionismo contemporaneo.

Prerequisiti

Sono considerati requisiti fondamentali conoscenze di genetica, biologia molecolare, biodiversità animale.


- Introduzione al corso, storia del pensiero evolutivo, il background di Darwin, la teoria evolutiva di Lamarck,

l’origine della specie

- Il post-Darwin, il lascito di Darwin, esempi di evoluzione/selezione naturale, evidenze trasversali

sull’evoluzione, evidenze contro l’evoluzione, l'intelligent design

- Dinamica di popolazioni, la legge di Hardy-Weinberg, la deriva genetica

- Fattori responsabili della microevoluzione, le mutazioni, la selezione naturale

- Il concetto di specie, i vincoli pre-zigotici e post-zigotici, speciazione allopatrica, le zone ibride, speciazione

simpatrica, anagenesi e cladogenesi, modello del gradualismo filetico, equilibri punteggiati


- L’origine della vita sulla terra: evidenze e ipotesi, RNA world

- LUCA, l’albero della vita, evoluzione degli eucarioti (evoluzione di mitocondrio e nucleo)

- Pluricellularità, record fossile relativo alla pluricellularità, la fauna di Ediacara, l’esplosione del Cambriano, la

deriva dei continenti, le estinzioni di massa

- Sistematica e filogenesi, la ricostruzione filogenetica (premesse e problematiche connesse), DNA barcoding

- La nuova filogenesi animale: confronto con la filogenesi tradizionale

- Introduzione storica a Evo-Devo, eterocronia e eterotopia, modelli animali usati in studi Evo-Devo

- Temi fondamentali di Evo-Devo (architettura modulare e omologhi seriali, geni omeotici, body-building gene)

- La genetica di Evo-Devo, Big bang dell’evoluzione animale (artropodi e vertebrati)

- Little bangs dell’evoluzione animale (arti, ali)

- Little bangs dell’evoluzione animale (evoluzione di arti e ali insetti, ali delle farfalle, melanismo)

- Evoluzione umana

- Evoluzione di geni e genomi

- Evoluzione dei processi di morte cellulare

- Simbiosi

- Coevoluzione


Lezioni frontali.


- Carroll S.B. et al. “DAL DNA ALLA DIVERSITA’ ” - Zanichelli

- Carroll S.B. “ENDLESS FORMS MOST BEAUTIFUL”, “THE MAKING OF THE FITTEST” - W.W.

Northon & Company

- Campbell N.A. and Reece J.B. “BIOLOGIA: MECCANISMI DELL’EVOLUZIONE E ORIGINI DELLA

DIVERSITA’ ” - Zanichelli

- Futuyma D.J. “L’EVOLUZIONE” – Zanichelli

- Barton et al. “EVOLUTION” – CSHL PRESS

- Autori vari “EVOLUZIONE: MODELLI E PROCESSI” – Zanichelli

- Wallace “EVOLUTION: A DEVELOPMENTAL APPROACH” – Wiley-Blackwell

- Autori vari “KEY TRANSITIONS IN ANIMAL EVOLUTION” – CRC Press

- Articoli scientifici segnalati dal docente


L'esame consiste in un colloquio orale e l'esito dell'esame sarà in trentesimi. Verrà valutata l'acquisizione da parte

dello studente di conoscenze relative ai processi i processi che hanno portato all'evoluzione della biodiversità

attuale. Nella valutazione si terrà conto della capacità di apprendimento, di consultazione ed elaborazione del

materiale bibliografico fornito, e della capacità di discutere e commentare in modo critico le conoscenze

acquisite.


Ricevimento previo appuntamento con il docente.

ECOLOGIA SCV0097

Docente: GIUSEPPE CROSA




Obiettivi dell’insegnamento e risultati di apprendimento attesi Il Corso si propone l’obiettivo di fornire le conoscenze di base delle strutture e delle funzioni degli ecosistemi e dei meccanismi e delle leggi che stanno alla base degli equilibri ambientali e dell'organizzazione biologica a livello di popolazione e comunità. Lo studente acquisirà competenze e abilità nell’identificare i processi di base di organizzazione dei processi ecosistemici e i meccanismi ambientali che regolano l’organizzazione biologica negli ecosistemi naturali. Il corso intende altresì educare lo studente ala linguaggio tecnico proprio della disciplina Ecologica e alle tecniche di analisi numerica impiegate nello studio degli ecosistemi e delle loro componenti biologiche. Prerequisiti Lo studente dovrà avere acquisito le nozioni fondamentali della zoologia e botanica nonché gli elementi di base della chimica organica ed inorganica. Contenuti e programma del corso Il corso svilupperà i seguenti argomenti: flussi di energia a livello di biosfera e dei comparti biologici e principali cicli biogeochimici. Proprietà strutturali e funzionali dei livelli di organizzazione della componente vivente dell'ecosistema: individui, popolazioni e comunità. Cicli biogeochimici dei principali elementi. Principali ecosistemi naturali della biosfera. Elementi di analisi numerica di dati biologici e dell’eterogeneità biologica. Esempi di gestione ecologica delle problematiche ambientali. Servizi eco sistemici. Tipologia delle attività didattiche 48 ore di lezioni frontali. Testi e materiale didattico Testi consigliati: Elementi di Ecologia T.M. Smith e R.L. Smith, ed. Pearson; Basi di Ecologia E.P. Odum, ed. Piccin. Bibliografia, dispense, slides ed eventuali altri sussidi didattici a disposizione dello studente sul sito e-learning. Modalità di verifica dell’apprendimento E’ previsto un esame orale che proporrà quesiti inerenti al programma svolto per valutare a) le conoscenze acquisite e la capacità di comprensione (60%), b) la capacità di applicare le conoscenze acquisite per sviluppare ragionamenti su problematiche ambientali (20%) e c) l’autonomia interpretativa delle principali teorie dell’ecologia (29%). Orario di ricevimento Previo appuntamento.

BIOTECNOLOGIE CELLULARI SCV0121




Obiettivi dell’insegnamento e risultati di apprendimento attesi Ci si attende che gli studenti: • abbiano la capacità di raccogliere ed interpretare le nozioni ottenute durante il corso di Biotecnologie Cellulari elaborando giudizi autonomi, inclusa la riflessione su temi sociali, o etici ad essi connessi; • abbiano rielaborato i contenuti appresi in un quadro interdisciplinare; • sappiano comunicare a interlocutori (specialisti e non) informazioni, idee, problemi e soluzioni ottenute e maturate durante il corso di Biotecnologie Cellulari con chiarezza, rigore e senso critico; • abbiano sviluppato quelle capacità di apprendimento necessarie per intraprendere studi successivi con un alto


grado di autonomia. Prerequisiti I contenuti del corso necessitano delle conoscenze fornite durante i corsi di Citologia e Istologia, Genetica, Biochimica e Biologia molecolare. Contenuti e programma del corso • Storia e applicazioni generali delle colture cellulari • Allestimento di un laboratorio: cappe, centrifughe, microscopi, incubatori. • Tipi di colture e modalità di crescita (adesione e sospensione). Substrati di adesioni e interazioni cellula-cellula e cellula-substrato. • Terreni di coltura. • Tecniche di isolamento di cellule da tessuti per colture primarie, subcolture, linee cellulari pure, immortalizzate e non immortalizzate. • Conta cellulare: camera di Burker e di Neubauer, citofluorimetro. • Crioconservazione. • Valutazione delle contaminazioni. • Proliferazione e differenziamento: principi e saggi di valutazione (colorimetrici, fluorimetrici e luminescenti). Cenni sull’utilizzo di radioisotopi e saggi radioimmunologici (RIA). • Citotossicità: principi e metodi di valutazione. Esempi sperimentali. • Le colture cellulari come fonte di preparazione degli anticorpi monoclonali. • Trasfezione: metodi e applicazioni. • Morte cellulare: apoptosi e necrosi (metodi di valutazione). • Cellule staminali embrionali e adulte: caratteristiche, fonti di approvvigionamento, isolamento e impieghi. • Approfondimento sulle cellule staminali da tessuto adiposo • Riproduzione: apparato riproduttore femminile, apparato riproduttore maschile, tecniche di fecondazione assistita: IUI, FIVET, ICSI. • Cenni di legislazione e di bioetica. Tipologia delle attività didattiche Il corso si articola in 48 h di lezione frontali, durante le quali lo studente, oltre che ricevere informazioni sull’utilizzo delle colture cellulari, viene preparato a frequentare, in modo adeguato, un laboratorio di colture cellulari. Testi e materiale didattico All’inizio del corso vengono consigliati agli studenti diversi libri di testo (alcuni dei quali con argomenti approfonditi sul sito WEB della casa Editrice). Siti WEB dove trovare pubblicazioni aggiornate sugli argomenti trattati. Le diapositive presentate a lezione sono disponibili sulla piattaforma e-learning. Modalità di verifica dell’apprendimento La verifica delle conoscenze viene condotta mediante una prova orale durante la quale lo studente dovrà dimostrare di aver appreso e compreso gli argomenti trattati, di essere in grado di comunicarli correttamente e di elaborare giudizi autonomi. Orario di ricevimento 2h settimanali fissate all’inizio di ogni anno accademico; o previ

FISIOLOGIA VEGETALE SCV0120

Docente: CANDIDA VANNINI





Al termine del modulo, gli studenti avranno appreso:

- i concetti chiave della fisiologia delle piante e della percezione e trasduzione dei segnali endogeni e ambientali e

i loro effetti sullo sviluppo degli organismi vegetali

- i principali meccanismi fisiologici che regolano la vita delle cellule vegetali e coordinano lo sviluppo e il

differenziamento delle piante e le loro relazioni con l'ambiente

- a discutere e mettere in relazione aspetti diversi di argomenti del settore

Prerequisiti

Conoscenze sulla struttura della cellula vegetale e della pianta; basi di biochimica, biologia molecolare, fisica,

chimica organica e inorganica.


L’acqua. Movimenti dell’acqua: diffusione, osmosi, flusso di massa; il potenziale idrico; velocità di trasporto

dell’acqua; conduttività idraulica. Il trasporto dell’acqua nella pianta: assorbimento radicale; trasporto xilematico:

struttura e funzione dello xilema, movimento dell’acqua nello xilema. Gli stomi: struttura e regolazione; fattori

ambientali che condizionano la regolazione stomatica.

La nutrizione minerale. Aspetti fisiologici della nutrizione minerale.

La pianta e la luce: Lo spettro dell' energia solare; i pigmenti fotosintetici: struttura e funzioni; organizzazione

dell’apparato fotosintetico; trasporto ciclico e non ciclico degli elettroni; fotofosforilazione; fotoinibizione;

trasporto transmembrana di H+ e sintesi di ATP; confronto fotosintesi/respirazione per la sintesi di ATP. Il

ciclo di Calvin: reazioni e regolazione. Sintesi di amido primario e secondario. La fotorespirazione: reazioni,

effetto sulla assimilazione del carbonio. Piante C4 e piante CAM. Influenza dei fattori ambientali sul processo

fotosintetico.

Fissazione dell’azoto molecolare: organismi azoto-fissatori e simbiosi azotofissatrici. L’assimilazione e il

trasporto; conversione dell’ammonio negli amminoacidi.

L'assimilazione e traslocazione di molecole organiche Il floema: struttura e funzione; composizione del succo

floematico; direzione e velocità del trasporto; allocazione e ripartizione dei fotosintati.

I fitormoni biosintesi, traslocazione, meccanismi di azione e effetti fisiologici di auxine, gibberelline, citochinine,

etilene, acido abscissico, brassinosteroidi, acido jasmonico.

Fitocromo e foto morfogenesi Il fitocromo e ruoli fisiologici: germinazione e dormienza, controllo della fioritura;

ritmi circadiani.

Aspetti fisiologici della risposta delle piante a stress biotici e abiotici.


Lezioni frontali, in presenza: 48 ore.


- Taiz-Zeiger, Fisiologia vegetale, Editore Piccin

- Rascio N. et al. Elementi di fisiologia Vegetale, Editore Edises.

- Gli studenti hanno a disposizione sul sito e-learning copia del materiale presentato a lezione.


Prova finale orale. La prova d’esame intende valutare la conoscenza e la comprensione dei concetti presentati a

lezione e la capacità di utilizzare conoscenze e competenze acquisite per ragionare in modo autonomo sulle

problematiche del settore. La prova prevede domande sugli argomenti trattati durante il corso e ragionamenti su

alcuni aspetti non direttamente affrontati, ma ai quali lo studente può facilmente rispondere utilizzando le

conoscenze in suo possesso.


previo appuntamento per e-mail

BIOTECNOLOGIE VEGETALI SCV0122

Docente: MARCELLA BRACALE




Il corso fornisce le conoscenze di base sulla coltura di tessuti vegetali, sulle tecniche di trasformazione genica in

pianta e sulle applicazioni degli organismi vegetali transgenici nella ricerca di base e nel miglioramento vegetale.

Altri obiettivi importanti del corso sono: orientare gli studenti all’analisi critica dell’informazione scientifica e

stimolare la loro autonomia di giudizio e la capacità di comunicare e sostenere, motivandole, le proprie idee nel

campo di riferimento del corso.

I risultati di apprendimento attesi sono:

- acquisizione di conoscenze teoriche (comprensione della terminologia, dei concetti, delle metodologie, delle

problematiche, dello sviluppo della ricerca nel campo delle biotecnologie vegetali)

- acquisizione di competenze applicative: conoscenza di tecnologie e protocolli, con riferimento anche alla loro

evoluzione storica.

- consapevolezza delle tematiche normative, politiche, sociali e bioetiche connesse al settore e acquisizione di una

autonomia di giudizio nei confronti di tali aspetti.

Prerequisiti

Sono necessarie buone conoscenze di biologia vegetale, biochimica, genetica e biologia molecolare.


Il programma prevede la trattazione dei seguenti argomenti:

Colture in vitro di cellule e tessuti vegetali

Totipotenza; morfogenesi e rigenerazione; organogenesi e embriogenesi somatica diretta e indiretta; vari tipi di

espianto; i substrati di crescita in vitro, la loro preparazione e sterilizzazione; i regolatori di crescita vegetali ed il

loro utilizzo nelle colture in vitro; il controllo delle condizioni ambientali nella coltura di tessuti.

Micropropagazione; allestimento e stabilizzazione delle colture; moltiplicazione, radicazione, acclimatazione delle

plantule; produzione commerciale di piante micropropagate (problemi e prospettive); conservazione del

germoplasma; semi sintetici; coltura di meristemi e produzione di piante prive di patogeni; colture di ovari ed

antere per l’ottenimento di piante aploidi; semi sintetici; coltura di protoplasti e fusione somatica; variazione

somaclonale.

I sistemi di trasformazione genica in pianta

Espressione stabile e transiente.

Agrobacterium tumefaciens: biologia e modalità di infezione; manipolazione di Agrobatterio per il suo utilizzo a scopi

biotecnologici; vettori binari e cointegrati.

Costruzione della cassetta di espressione; promotori costitutivi e inducibili, terminatori, marcatori di selezione,

geni reporter.

Trasformazione marker-free.

Protocolli di trasformazione mediante Agrobatterio e tecniche di selezione delle piante trasformate.

Tecniche molecolari per l’analisi delle piante trasformate: Southern, Western, Northern blot.

Raggiungimento dell’omozigosi per incroci e selezione.



I metodi diretti per la trasformazione genica stabile: tecnica biolistica.

Trasformazione del cloroplasto; il costrutto e il raggiungimento dell’omoplasmia.

Trasformazione transiente: i vettori virali.

RNA silencing

Case studies

Biotecnologie per il controllo di fitopatogeni; per la resistenza a erbicidi; per la tolleranza a stress abiotici.


Lezioni frontali, in presenza: 48 ore.


- Pasqua, Biologia cellulare e biotecnologie vegetali, Editore Piccin.

- Articoli scientifici consigliati dal docente durante il corso.

- Il materiale didattico utilizzato nel corso e gli articoli consigliati sono resi disponibili sul portale della didattica.


La verifica dell’apprendimento avviene mediante prova orale.

L’esame è volto a saggiare le capacità raggiunte dallo studente in relazione a:

- conoscenza delle basi teoriche e tecniche della disciplina illustrate durante il corso utilizzando un linguaggio

scientifico chiaro e comprensibile.

- capacità di sintesi delle conoscenze acquisite e di collegamento dei vari aspetti nell’argomentazione

- capacità di ragionamento autonomo sulle problematiche del settore

Il voto è espresso in trentesimi.


Il martedì dalle 10 alle 13.

FISIOPATOLOGIA UMANA SCV0123

Docente: RICCARDO FESCE




Lo studente avrà una visione integrata della regolazione fisiologica degli apparati cardiovascolare e renale, del

sistema endocrino, dei processi infiammatori e riparativi e del sistema nervoso centrale, e dei principali

meccanismi che possono produrvi alterazioni patologiche. Sarà in grado di affrontare in modo ragionato

problematiche legate alla alterazione dei processi fisiologici, così da comprenderne gli aspetti eziologici e

patogenetici, e i possibili approcci correttivi e terapeutici.

Prerequisiti

E' richiesta una buona conoscenza della fisiologia generale, cellulare e dei sistemi. E' richiesta la conoscenza della

biochimica, e biologia cellulare e molecolare.


1. Sistema cardiocircolatorio

• attività meccanica del cuore e sua regolazione

• insufficienza cardiaca congestizia, meccanismi di compenso, scompenso cardiaco


• shock, fisiopatologia, decorso verso l'irreversibilità, interventi terapeutici

• circolazione periferica: ossigenazione e scambi, ischemia

• gittata, pressione, lavoro cardiaco, fabbisogno di ossigeno

• circolo coronarico, perfusione cardiaca, angina e infarto

• attività elettrica del cuore e sua regolazione

• alterazioni della attività elettrica, patogenesi delle aritmie

• aspetti fisiologici e indicazioni diagnostiche dell'elettrocardiogramma

2. Controllo dei liquidi e dei soluti

• il rene come sistema di eliminazione

• il rene come sistema di controllo omeostatico della composizione dei liquidi corporei

• il controllo del volume dei liquidi corporei

• il controllo a breve e lungo termine della pressione arteriosa

• il controllo del pH dei liquidi corporei

3. Endocrinologia, fisiopatologia ormonale

• endocrinologia dello sviluppo

• endocrinologia dello stress

• endocrinologia sessuale

• ormoni e controlli omeostatici integrati (volume ematico, glicemia, temperatura corporea)

4. Fisiopatologia dei processi infiammatori

• necrosi, apoptosi, UPR (unfolded protein response), proteasoma, autofagocitosi

• aspetti umorali e cellulari dell'infiammazione

5. Fisiopatologia neuronale

• fisiopatologia del sistema nervoso periferico, patologie neuromuscolari

• fisiopatologia dell'eccitabilità (canali ionici, funzione sinaptica, mielina)

• fisiopatologia neuronale: i processi di sofferenza neuronale

• fisiopatologia neuronale: il ruolo neuroprotettivo e neurotossico della glia

• cenni sulle principali neuropatologie degenerative (Parkinson, Alzheimer, Huntington, SLA) e infiammatorie

(sclerosi multipla)

• cenni sulle patologie neurotrasmettitoriali (ansia, depressione, schizofrenia).


48 ore di lezioni frontali, con brevi interventi di approfondimento da parte degli studenti.


Il testo consigliato è “Fisiologia Umana” a cura di F. Conti, EdiErmes, Milano, 2010.

Slides mostrate alle lezioni sono accessibili agli studenti sul sito di Busto

(http://busto.dipbsf.uninsubria.it/public/corsi/Fesce/appunti/) con username e password forniti dal docente.


Esame finale con colloquio orale, con attribuzione di voto in trentesimi, sulla base di interventi di

approfondimento svolti dallo studente durante il corso e/o discussione di temi discussi nelle lezioni. Si valuterà la

capacità dello studente di integrare le conoscenze acquisite nell'orientarsi a fronte di un problema di regolazione

fisiologica interpretandone i principi fondamentali, le modalità di riequilibrio a fronte di modificazioni funzionali,

le possibilità di alterazione patologica e di correzione.


Il docente riceve gli studenti ogni martedì mattina tra le 10 e le 12, presso la sede di Busto Arsizio del DiSTA.

FISIOLOGIA COMPARATA SCV0124

Docente: ELENA BOSSI




Acquisizione di competenze teoriche e operative con riferimento a:

Conoscenza dei meccanismi molecolari, cellulari e di sistema alla base del funzionamento delle diverse classi di

esseri viventi.

Acquisizione di competenze applicative con riferimento a:

Capacità di valutare la rilevanza delle attività dei sistemi fisiologici in diversi contesti e situazioni.

Acquisizione di consapevole autonomia di giudizio con riferimento a:

Capacità di interpretare e valutare dati sperimentali e grafici illustrativi delle caratteristiche funzionali degli esseri

viventi.

Acquisizione di adeguate competenze e strumenti per la comunicazione con riferimento a:

Utilizzo appropriato del linguaggio scientifico della disciplina; capacità di comunicare informazioni attraverso

grafici e figure.

Acquisizione di adeguate capacità per lo sviluppo e l’approfondimento di ulteriori competenze con riferimento a:

Utilizzo di strumenti di studio multimediali: testi cartacei, audio-lezioni, simulazioni video, accesso ad

informazioni on-line.

Prerequisiti

È necessaria la conoscenza dei processi fisiologici a livello cellulare e di organismo forniti dal corso di fisiologia

generale, conoscenza degli argomenti di base dei corsi di Biochimica, in particolare strutture di aminoacidi, acidi

nucleici, vie cataboliche e anaboliche di sintesi delle principali molecole, concetti di affinità, inibizione,

competizione.


• Introduzione –Basi di Fisiologia comparata,

• Relazioni animali ambiente costi energetici della sopravvivenza;

• Nutrizione metodologie di cattura del cibo ed ingestione, modalità e strutture deputate alla digestione,

assorbimento intestinale, assorbimento a livello cellulare;

• Metabolismo e dimensioni concetto di allometria, tempi e costi della crescita,

• Relazioni termiche e termoregolazione, gli animali pecilotermi, concetto di endotermia, animali omeotermi,

costi e vantaggi dell’omeotermia; Adattamenti particolari la vita nei luoghi freddissimi;

• Respirazione e lo scambio di gas respiratori, sistemi respiratori acquatici, pesci polmonati, e alternative alla

respirazione acquatica, sviluppo del polmone, sistemi respiratori terrestri, la respirazione negli insetti, funzioni

accessorie del sistema respiratorio, pigmenti respiratori;

• Sistema circolatorio, sviluppo del sistema respiratorio ,caratteristiche dei sistemi circolatori chiusi e aperti, la

circolazione periferica;

• Adattamenti del sistema respiratorio e circolatorio: i mammiferi marini

• Fisiologia dell’acqua e dei Sali, escrezione ed osmoregolazione negli animali di acqua dolce, negli animali marini,

negli animali terrestri, funzionalità renale, il nefrone.

• Strategie degli ambienti aridi, la vita nei deserti e nelle savane

• Controllo ormonale, concetto di stress, gli ormoni della metamorfosi.

• Gli orologi biologici


• Sistemi sensoriali, sviluppo del sistema nervoso e dei sistemi sensoriali

• Organi di senso particolari (eco localizzazione, linea laterale e vescicole del savi, organi ampollari e organi

tuberosi, i sensilli degli insetti, le vibrisse nei gatti, termocettori, adattamenti del sistema visivo, rapaci e

mammiferi marini)


Lezioni frontali e seminari di approfondimento con presenza in aula del docente.


• Richard Hill, Gordon Wyse, Margaret Anderson Fisiologia Animale Zanichelli pagine 944 formato 197x285 €

99,00 ISBN 9788808070258 Anno 2006

• Richard Hill, Gordon Wyse, Margaret Anderson Animal Physiology Sinauer associate publisher 799 pages, 671

illustrations Looseleaf Textbook ISBN 978-0-87893-898-8 CourseSmart eBook ISBN 978-0-87893-879-7 (180-day

subscription) Publication date: 2012

• Knut Schmidt-Nielsen Animal Physiology Cambridge University Press 617pages 348 b/w illus. 200 tables

ISBN:9780521570985 Publication date 1997

• Slides delle lezioni e sussidi didattici sul sito e-learning

(http://elearning2.uninsubria.it/course/view.php?id=2446)


Esame orale- presentazione di un argomento trattato nel corso con approfondimenti personali anche tramite

slides o altri supporti multimediali. Questo rappresenta il punto di partenza per verificare la conoscenza

complessiva delle tematiche trattate durante il corso. La preparazione di un argomento a scelta con

approfondimenti personali permette di valutare l’interesse e le capacità organizzative oltre alla capacità di

comprensione di argomenti da fonti di letteratura scientifica. L’esame orale permette di verificare l’acquisizione

del corretto del linguaggio scientifico e di quello proprio della disciplina. Durante l’esposizione lo studente deve

dimostrare la conoscenza degli argomenti trattati nel corso confrontando diversi processi fisiologici in risposta ad

ambienti diversi, deve correlare la funzionalità ad una data condizione ed essere in grado di individuare vantaggi e

svantaggi di una data funzione fisiologica. L’esito dell’esame sarà in trentesimi: la prova si ritiene superata con

una votazione di almeno 18/30.


Venerdì h 11-12.

TECNICHE DIAGNOSTICHE SCV0127

Docente: PAOLA NOTTI




Il Corso è finalizzato a fornire allo Studente le nozioni basilari relative alla diagnostica per immagini e di

laboratorio; sono, inoltre, prese in esame alcune delle alterazioni metaboliche che si instaurano a seguito di stili di

vita - in particolare alimentari - non corretti, nonché gli esami (in particolare di laboratorio) atti a diagnosticarle.

Prerequisiti

Indispensabile una buona conoscenza del metabolismo umano, in particolare derivante dal Corso di Biochimica,

nonché della Chimica Organica.


• Validazione del dato analitico/ verifica della qualità del dato derivante da analisi di laboratorio.

1. Tematiche inerenti la variabilità pre - analitica: fattori genetici, correlati alla patologia, alimentari, farmacologici;

conservazione e trasporto del campione analitico.

2. Tematiche inerenti la variabilità analitica: sensibilità, specificità, precisione, accuratezza dei metodi.

Calibrazione, standard primari e secondari, metodi di riferimento e modalità di confronto tra metodi. Controllo

di qualità interno e Valutazione Esterna della Qualità.

3. Assicurazione della Qualità secondo le Norme ISO.

• Il metabolismo dei glucidi.

1. Fisiologia e patologia del metabolismo degli zuccheri;

2. diabete, in particolare tipo due;

3. esami di laboratorio diagnostici per la malattia diabetica.

• Il metabolismo epatico.

1. Anatomia microscopica del fegato e breve descrizione del funzionamento della cellula epatica;

2. cenni di enzimologia di laboratorio e relative tecniche (end point, fixed time);

3. utilizzo di reazioni enzimatiche per il dosaggio di substrati;

4. indici di funzionalità epatica;

5. esami di laboratorio correlati alla diagnostica della funzionalità epatica.

• Epatite

1. Epatiti tossiche.

2. Epatiti provocate dai principali virus epatotropi.

3. Diagnostica di laboratorio dei markers dell’epatite e degli Anticorpi del Virus HIV.

4. Metodi Immunoenzimatici, Metodi in Chemiluminescenza e tests di conferma (RIBA/WB).

5. Vaccinazione anti epatite B e definizione di altre tipologie di vaccini, diversi da quelli ricombinanti.

• Ematologia di laboratorio.

1. Le cellule del sangue.

2. Esame emocromocitometrico (parametri principali).

• Metodiche di tipizzazione 1 - Immunoematologia Eritrocitaria.

1. Gruppo AB0 ed Rh, costituzione biochimica degli antigeni e principali nozioni immunologiche.

2. Malattia emolitica del neonato e trattamento con anti - D.

3. Prove pre - trasfusionali e reazioni trasfusionali immediate e ritardate.

• Metodiche di tipizzazione 2 - Immunoematologia leucopiastrinica.

1. Il sistema HLA, costituzione genetica e molecolare.

2. HLA e trapianti d’organo.

3. HLA e trasfusioni.

• Microbiologia di laboratorio

1. Colorazioni batteriche ed altre modalità di diagnostica batterica.

2. Principi di diagnostica sierologica.

3. Principi di diagnostica virale.

4. Descrizione delle principali malattie infettive e principi di diagnosi.

• Nozioni di diagnostica per immagini

1. Le radiazioni ionizzanti; diagnostica di laboratorio mediante l’uso di raggi X.

2. Gli ultrasuoni e l’utilizzo della diagnostica ecografica.

3. Principali strumentazioni di diagnostica radiologica: TAC, RMN, PET.

• Biochimica degli alimenti

1. Classi degli alimenti.

2. Valore nutritivo degli alimenti.

3. Antiossidanti e “junk food”.

4. Sistemi di difesa dell’organismo rispetto ai radicali liberi.

5. Metabolismi correlati agli Acidi grassi.

• Alterazioni metaboliche correlate a scorretta alimentazione

1. Diabete tipo 2, Sindrome metabolica ed alterazioni biochimiche correlate.

2. Fenomeno dell’insulino - resistenza

3. Diagnostica di laboratorio, in particolare delle molecole infiammatorie.


Lezioni frontali, accompagnate dalla proiezione di slides, fornite agli Studenti.


• K.Wilson e J. Walker: "Biochimica e biologia molecolare - Principi e tecniche". R. Cortina Ed.

• J.B. Henry: "Diagnosi Clinica e metodi di laboratorio" Delfino Ed.

• F. Pasquinelli: "Diagnostica e Tecniche di Laboratorio" - Rosini E.

• P. Marano: "Diagnostica per Immagini"-CEA, vol 1


Prova finale orale, con attribuzione di voto in trentesimi, inerente gli argomenti trattati durante il corso.

Generalmente lo Studente è interrogato su 2 -3 argomenti, con eventuali domande di approfondimento, se

ritenuto necessario.


All’inizio del Corso, in occasione della prima lezione, è fornito agli Studenti l’indirizzo e-mail. Qualora lo

Studente necessiti di colloquio, può richiederlo per iscritto utilizzando tale indirizzo, peraltro in possesso anche

della Segreteria.

TOSSICOLOGIA SCV0126

Docente: TIZIANA RUBINO



Obiettivi dell’insegnamento e risultati di apprendimento attesi Conoscenza dei fenomeni e delle leggi matematiche che regolano la cinetica degli xenobiotici nell’organismo: assorbimento, distribuzione, biotrasformazione ed escrezione di tossine di origine naturale ed antropica, farmaci, ecc. Conoscenza della natura, dei principali agenti causativi e dei meccanismi di insorgenza del danno a livello di fondamentali processi biochimici (glicolisi, ciclo dell’acido citrico, catena respiratoria). Conoscenza delle principali classi di sostanze tossiche di interesse biomedico ed ambientale, delle loro caratteristiche chimiche, tossicocinetiche, del loro meccanismo d’azione a livello cellulare o molecolare, dei loro effetti sistemici. Conoscenza dei presidi antidotici specifici e aspecifici per il trattamento delle intossicazioni. Prerequisiti Conoscenze di chimica organica, biochimica, fondamenti di anatomia e fisiologia. Contenuti e programma del corso 1. La Tossicologia. Ruolo nella biomedicina come branca della scienza Farmacologica. Ruolo nelle scienze ambientali per lo studio dell’impatto degli xenobiotici sulla flora e sulla fauna. 2. La tossicocinetica e la farmacocinetica: principi generali, affinità e differenze. 3. Assorbimento delle sostanze tossiche. Vie di assorbimento degli xenobiotici. Leggi che regolano l’assorbimento e la velocità di passaggio dall’ambiente esterno al circolo ematico. Legge di Fick, equazione di Henderson-Hasselbach. Definizione e calcolo della biodisponibilità degli xenobiotici. Interventi antidotici


aspecifici finalizzati alla diminuzione della biodisponibilità delle sostanze tossiche: emetici, carbone attivo, emoperfusione, emodialisi, scambio-trasfusione. Mecanismi che si oppongono all’assorbimento: pH, eliminazione presistemica ed effetto di primo passaggio. Il circolo entero-epatico: svantaggi e utilità in tossicologia e farmacologia. 4. Distribuzione degli xenobiotici. Volume di distribuzione apparente: formula, suo significato e utilità in tossicologia preclinica e clinica. Fattori che favoriscono o contrastano la distribuzione degli xenobiotici ai tessuti. 5. Eliminazione delle sostanze tossiche. Vie di eliminazione: renale, epato-biliare, secrezione intestinale transluminale, altre vie di eliminazione. Meccanismi di riassorbimento delle sostanze tossiche a livello dei tubuli renali. Trappola ionica, diuresi alcalina, e altri interventi per contrastare i meccanismi di riassorbimento. Leggi che regolano la cinetica e l’eliminazione degli xenobiotici: clearance, velocità di eliminazione, emivita plasmatica, cinetiche di zero e di primo ordine (funzioni concentrazione-tempo). 6. Biotrasformazione delle sostanze tossiche: Concetti di bioattivazione e bioinattivazione. Bioattivazione dei protossici: danni in situ e a distanza. Reazioni preparative o di funzionalizzazione (fase I) con esempi, reazioni sintetiche o di coniugazione (fase II) con esempi. Esempi di mappe metaboliche complete degli xenobiotici: il paracetamolo. Approfondimento: danno epatico e renale da metaboliti tossici del paracetamolo. Polimorfismi tossicologicamente rilevanti legati al metabolismo: citocromi, acetil-transferasi, alcool- e aldeide deidrogenasi, ecc. Polimorfismi tossicologicamente rilevanti legati alla tossicodinamica o ai processi di detossificazione: G6PDH, alfa-1 antitripsina, ecc. 7. Fondamentali processi biochimici quali bersaglio di sostanze tossiche. L’arsenico trivalente: effetti sul complesso della piruvato deidrogenasi e sul ciclo di Krebs. L’arsenico pentavalente: effetti sulla glicolisi. Il cianuro: effetti sulla fosforilazione ossidativa e sulla catena di trasporto degli elettroni. I composti fluorurati: effetti sul ciclo di Krebs. 8. I pesticidi: caratteristiche generali e classi principali. Insetticidi policlorurati, (DDT, Aldrin, Mirex, Clordecone, Lindano) composti organofosforici anticolinesterasici, erbicidi. Caratteristiche chimiche, tossicocinetiche, meccanismo d’azione molecolare, effetti sistemici, antidoti. 9. Diossine, furani e bifenili policlorurati. Caratteristiche chimiche, tossicocinetiche, meccanismo d’azione molecolare, effetti sistemici. 10. I metalli. Approfondimenti: piombo, cromo, mercurio. Caratteristiche chimiche, tossicocinetiche, meccanismo d’azione molecolare, effetti sistemici, antidoti. 11. Farmaci: i salicilati e l’alcalosi metabolica. Il cloramfenicolo, il paracetamolo, la ciclofosfamide. Caratteristiche chimiche, tossicocinetiche, meccanismo d’azione molecolare, effetti sistemici, antidoti. 12. I solventi organici. Approfondimento: il benzene: bioattivazione metabolica, danni a livello midollare, generazione di specie radicaliche, danni al DNA, leukemogenesi. Meccanismi genotossici comuni con la leukemogenesi da radiazioni ionizzanti. 13. Tossicologia delle radiazioni: radiolisi dell’acqua, generazione di specie reattive dell’ossigeno e danno al DNA. 14. Immunotossicologia: danno tossico ai meccanismi dell’immunità. 15. Cenni di farmacologia clinica: gli studi di fase I e la valutazione tossicologica dei farmaci negli studi first-time-in-human. Tipologia delle attività didattiche 48 ore di didattica frontale. Testi e materiale didattico 1. Slides ed altri sussidi didattici (articoli scientifici, ecc.) saranno a disposizione dello studente sulla piattaforma e-learning 2. Casarett and Doull’s Tossicologia. EMSI.

Modalità di verifica dell’apprendimento La verifica dell'apprendimento sarà basata su un unico esame finale scritto, della durata massima di 2 ore, comprendente 2 o 3 domande a tema aperto, con attribuzione del voto finale in trentesimi. Tale esame sarà valido come verifica dell'apprendimento delle materie trattate nell'intero corso, il cui carico complessivo è di 6 CFU. Per il superamento della prova finale è necessario che gli studenti rispondano in modo soddisfacente alle domande d'esame, dimostrando di essere in grado di trattare in modo esaustivo il tema assegnato, e di avere compreso le tematiche proposte in ogni loro aspetto (teorico e applicativo). In particolare non sarà ritenuta sufficiente per il superamento dell'esame la sola trattazione teorica del tema proposto, ma sarà necessario che gli studenti diano prova della conoscenza delle basi chimiche, biochimiche e genetiche dei meccanismi di tossicità

trattati durante il corso. Qualora l'esame comprenda 3 domande, per il superamento della prova sarà necessario che lo studente abbia risposto in modo esaustivo a due domande. Qualora l'esame comprenda 2 domande, per il superamento della prova sarà necessario che lo studente abbia risposto in modo esaustivo a entrambe. Orario di ricevimento Previo appuntamento concordato con la Docente per e-mail.

CHIMICA DELL'AMBIENTE SCV0133

Docente: PAOLA GRAMATICA


6 CHIM/12 48 - - III Italiano


Lo studente, al termine del corso, dovrà dimostrare di aver acquisito:

- competenze teoriche e operative con riferimento a: Principali aspetti della contaminazione ad opera di composti

chimici nei diversi comparti ambientali.

- competenze applicative con riferimento a: Principali inquinanti organici e inorganici.

- consapevole autonomia di giudizio con riferimento a: Valutazione ed interpretazione di problematiche di

inquinamento chimico.

- adeguate competenze e strumenti per la comunicazione con riferimento a: Elaborazione e discussione di dati di

monitoraggio chimico ambientale.

- adeguate capacità per lo sviluppo e l’approfondimento di ulteriori competenze con riferimento a: Strumenti

conoscitivi di base per l’aggiornamento continuo delle conoscenze.

Prerequisiti

E’ richiesta la conoscenza delle basi di Chimica Generale e Inorganica e di Chimica Organica.


Introduzione alla chimica dell’ambiente: le principali problematiche dell’inquinamento chimico. La normativa

REACH. Le trasformazioni dei composti chimici nei e tra i vari comparti ambientali: acqua-suolo-aria. Cicli

biogeochimici di carbonio, ossigeno, azoto, zolfo e fosforo. (6h)

Il comparto acqua: proprietà chimico-fisiche dei sistemi acquosi. Il sistema CO2/H2O. Metalli in acqua:

complessazione e solubilizzazione. Reattività in sistemi acquosi: idrolisi, ossido-riduzioni. Interazioni di fase:

solubilità di gas e di solidi, colloidi e sedimenti, complessazione con acidi umici. Tensioattivi e polifosfati.

Trattamenti di depurazione delle acque. (10h)

Il comparto suolo: caratteristiche chimico-fisiche della geosfera. Il suolo ed i suoi costituenti. Adsorbimento dei

composti chimici e loro reattività: reazioni acido-base e di scambio ionico; reazioni di riduzione nei sedimenti.

Fertilizzanti e nutrienti. (6h)

Il comparto aria: struttura e composizione dell’atmosfera. Reazioni di ossidazione di composti organici: reazioni

con ossigeno, con radicali OH e NO3,, con ozono. Reazioni fotochimiche. Inquinanti inorganici gassosi: CO,

CO2, SO2, NOx; effetto serra e piogge acide. Inquinanti volatili organici naturali ed antropogenici: idrocarburi

aromatici e non, alogenoalcani (CFC). Deplezione dell’ozono stratosferico. Smog fotochimico.(12h)

Principali inquinanti organici: pesticidi, idrocarburi policiclici aromatici (PAH), policlorobifenili (PCB), diossine,

inquinanti emergenti: ritardanti di fiamma, perfluorurati, farmaci e cosmetici, nanoparticelle. (8h)

Biodegradazioni: principali biotrasformazioni ad opera di microorganismi, loro ruolo nel disinquinamento. (2h)



Modelli predittivi QSAR: previsione di proprietà chimico-fisiche e di attività biologiche o reattività chimiche

mediante relazioni quantitative struttura-proprietà o attività (QSPR/QSAR) per composti organici di rilevanza

ambientale. (4h)


Il corso prevede solo lezioni frontali per complessive 48 ore, in presenza.


C. Baird M. Cann“Chimica Ambientale” Zanichelli, 2006 Consigliato

S. E.Manahan “Chimica dell’Ambiente” Ed. It. Piccin, 2000 (per consultazione disponibile anche in Biblioteca di

Scienze)

Dispensa di Chimica ambientale- Gramatica, della CUEM

Slides del corso, disponibili sul sito e-learning oltre che sul sito personale del docente: www.qsar.it.


La verifica dell’apprendimento viene fatta solamente con prova finale che consta di una preliminare prova scritta

della durata di 3 ore con 5-6 domande con risposta aperta, ognuna su uno dei temi principali del programma del

corso. Dopo la correzione dello scritto (5 o 6 punti per ogni quesito) lo studente che raggiunge i 18/30 viene

convocato per la successiva prova orale, che consiste in una discussione delle risposte e commento/correzione

degli eventuali errori/imprecisioni. Le due prove, che si integrano nell’esame complessivo, permettono di

verificare non solo la capacità di apprendimento, che potrebbe essere soltanto mnemonica, ma anche la capacità

di comprensione, di interpretazione autonoma e di comunicazione delle conoscenze acquisite. Il voto finale del

modulo è espresso in trentesimi, non è la semplice media aritmetica, ma tiene in particolare conto la correzione,

che viene svolta nella prova orale, delle risposte della prova scritta.


Il docente è normalmente presente nel suo studio in Dipartimento per 5 giorni alla settimana dalle 9 alle 19 (con

pausa dalle 13 alle 14), salvo orari di lezione e riunioni istituzionali. In tali orari si rende sempre disponibile per

ricevimento. Ma per garantire l’orario di ricevimento viene richiesto un preventivo appuntamento via e-mail

BIOTECNOLOGIE DELLE FERMENTAZIONI SCV0128

Docente: FLAVIA MARINELLI


6 CHIM/11 40 - 16 III Italiano


Presentazione e Obiettivi formativi

L’insegnamento di Biotecnologie delle Fermentazioni è parte rilevante della formazione in ambito del curriculum

biotecnologico del laureato in STB. Il corso ha l’obiettivo di illustrare i processi ed i principi biotecnologici alla

base della produzione microbica di metaboliti di interesse per il settore biomedico e farmaceutico (es. antibiotici),

alimentare (es. aminoacidi, acido citrico, acido acetico, etanolo, acido lattico), energetico e della chimica fine

(acidi, alcoli e solventi).

Il corso si propone di fornire le conoscenze di base degli approcci molecolari, fisiologici ed impiantistici che

vengono applicate nella produzione di biobeni e bioservizi, nonché le metodiche attraverso le quali la diversità

microbica viene studiata ed utilizzata per migliorare la qualità della vita, contribuire alla protezione dell’ambiente

ed alla risoluzione di problemi di approvvigionamento energetico. Gli studenti saranno stimolati ad approfondire

le loro conoscenze biochimiche e microbiologiche nell’ambito dello studio di processi fermentativi sia


tradizionali che innovativi; verranno introdotti agli aspetti più applicativi quali la gestione dei bioreattori, il

disegno di processi fermentativi ed il loro scaling up dalla ricerca di laboratorio alla produzione in impianto pilota

e di produzione. Il corso prevede una serie di esercitazioni di laboratorio che ripercorrono sperimentalmente i

contenuti teorici delle lezioni.

Conoscenza e capacità di comprensione:

- acquisire gli elementi fondamentali della microbiologia industriale e della chimica delle fermentazioni

- possedere le informazioni necessarie (teoriche e sperimentali) per comprendere un processo di fermentazione

per la produzione di biobeni e bioservizi

Capacità di applicare conoscenza e comprensione:

- saper trasferire le conoscenze acquisite di biochimica e microbiologia ad un progetto applicativo

- saper applicare le conoscenze di base della chimica delle fermentazioni e della microbiologia industriale in

laboratorio

Autonomia di giudizio:

- capacità di discutere gli aspetti applicativi della ricerca biologica

- valutare criticamente i processi microbici comparando tradizione ed innovazione

Abilità comunicative

- acquisire la terminologia del settore di riferimento

- dimostrare capacità di lavorare in gruppo nel corso delle esercitazioni di laboratorio

Capacità di apprendimento:

- capacità di comprendere i contenuti biotecnologici del corso

- abilità di classificare i processi microbici, i microrganismi produttori, le vie metaboliche coinvolte e le tecnologie

applicate.

Prerequisiti

Lo studente che accede a questo corso possiede conoscenze di: Biochimica, Microbiologia e Biologia Molecolare.


Docente, F. Marinelli, 40 ore di lezioni frontali:

- Introduzione su diversità microbica e diversità metabolica di procarioti ed eucarioti microbici

- Principi del metabolismo microbico (catabolismo ed anabolismo)

- Principi di regolazione/deregolazione del metabolismo primario e secondario

- Elementi di microbiologia industriale (terreni di coltura e di fermentazione, banche cellulari, inoculi, beute e

bioreattori)

- Processi batch, fed-batch e continuo per la produzione di metaboliti primari e secondari

- Rese, produttività e cinetiche di crescita e di produzione di metaboliti primari e secondari

- Miglioramento fisiologico e genetico dei microrganismi produttori

- Fermentazione alcolica

- Fermentazione lattica

- Fermentazione aceton-butilica

- Scoperta e sviluppo di antibiotici: produzione di penicillina

- Produzione microbica di acidi organici (acido citrico, acido acetico)

- Produzione di aminoacidi (acido glutammico, lisina, triptofano) e loro derivati (aspartame)

Esercitatore, G.L.Marcone, 16 ore di laboratorio:

- Esercitazione 1 - Isolamento di attinomiceti (produttori di antibiotici) da suolo

- Esercitazione 2 - Inoculo e fermentazione in beuta di attinomiceti isolati da suolo

- Esercitazione 3 - Coniugazione intergenerica tra Escherichia coli e streptomiceti

- Esercitazione 4 - Introduzione all’uso di bioreattori di laboratorio e alle problematiche di scaling up


Lezioni frontali in presenza del docente ed attività di laboratorio.


Slide lezioni e dispense esercitazioni: scaricabili dal sito Elearning

Testi di riferimento:

Biotecnologie di Base, C.Ratledge and B.Kristiansen, Zanichelli;

Microbiologia Industriale, M.Manzoni, Casa Editrice Ambrosiana;

Comprehensive Biotechnology, Second Edition, Murray Moo-Young, Elsevier B.V.


L’esame è volto a valutare le capacità raggiunte dallo studente in relazione a:

1. conoscenza e comprensione delle principali vie metaboliche e dei processi di fermentazione e produzione di

metaboliti primari e secondari

2. capacità di applicare le conoscenze acquisite nell’esperienza di laboratorio

3. possesso di linguaggio appropriato

L’esame consisterà in una prova orale in cui lo studente sarà chiamato a dimostrare le conoscenze relative agli

argomenti oggetto di lezione e di esercitazione in laboratorio. Per ogni modulo allo studente verranno

somministrate 3 domande sul programma (valutate ciascuna fino a 10 punti) ed una sulle esercitazioni di

laboratorio (punteggio sino ad un massimo di 3 punti). L’esito dell’esame sarà in trentesimi: l’esame si ritiene

superato con una votazione di almeno 18/30 in ciascun modulo.


Preferibilmente su appuntamento (mediante richiesta via e-mail).

IDROBIOLOGIA E PESCICOLTURA SCV0234

Docente: MARCO SAROGLIA

CFU SSD LEZIONI ESERCITAZIONI LABORATORIO

SEMINARI ED

ATTIVITA’ DI CAMPO

ANNO LINGUA

6 AGR/20 40 4 4 8 III Italiano


Gli studenti dovranno acquisire conoscenza degli ambienti acquatici lacustri, fluviali e marini costieri, e delle loro

biocenosi. Dovranno quindi impararne le criticità ai fini di uno sfruttamento sostenibile, anche alla luce del

riscaldamento globale.

Prerequisiti

Conoscenze di Biologia generale e dello sviluppo, Zoologia, chimica generale ed inorganica, fisica.


Caratteristiche idrologiche di ambienti lentici e lotici; i cicli termici nelle acque, stratificazione dei laghi e delle

acque costiere; fisiologia ed adattamento alla vita planctonica, bentonica, nectonica e neustonica. Sfruttamento

produttivo degli ambienti acquatici; cenni di biologia della pesca e dell'acquacoltura. Tecniche di base per

l’allevamento ittico, alimentazione, ossigenazione e qualità delle acque, il pesce nell’alimentazione umana.


Il corso prevede lezioni frontali, seminari, esercitazioni di laboratorio, uscita in campo.



Wootton, Ecology of teleost fishes, Kluwer.

V. Tonolli, Introduzione allo studio della limnologia (on line).

G. Forneris, Lezioni di Idrobiologia (On line).

Appunti e slides del Docente.


Gli studenti devono presentare una breve relazione su tematica scelta con l’aiuto del Docente. L’esame si

svolgerà quindi oralmente discutendo l’elaborato e rispondendo a domande del Docente su argomenti sviluppati

nel corso delle lezioni. Nel complesso l’esame è volto a verificare le conoscenze acquisite dallo studente sulle

tematiche dell’idrobiologia e della Piscicoltura.


Previo appuntamento telefonico od e-mail, presso lo studio del Docente.

CORSO DI LAUREA IN SCIENZE IN SCIENZE E TECNOLOGIE ... · Il corso si articola in 64 h di lezione...

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