CINÉTICA DE REACCIÓN Y DEGRADACIÓN DEL SUSTRATO NAHS …
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i CINÉTICA DE REACCIÓN Y DEGRADACIÓN DEL SUSTRATO NAHS EN CONSORCIOS BACTERIANOS DE FERMENTACIÓN ANAEROBIA Y AEROBIA CON CARACTERÍSTICAS OXIDATIVAS DE AZUFRE Proyecto de grado Por LAURA ESTEFANÍA ALFÉREZ PÁEZ Presentado a la Facultad de Ingeniería de la Universidad de los Andes En cumplimiento parcial de los requisitos para el grado de INGENIERO QUÍMICO Departamento de Ingeniería Química Marzo 2016
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CINÉTICA DE REACCIÓN Y DEGRADACIÓN DEL SUSTRATO NAHS EN
CONSORCIOS BACTERIANOS DE FERMENTACIÓN ANAEROBIA Y AEROBIA
CON CARACTERÍSTICAS OXIDATIVAS DE AZUFRE
Proyecto de grado
Por
LAURA ESTEFANÍA ALFÉREZ PÁEZ
Presentado a la Facultad de Ingeniería de la
Universidad de los Andes
En cumplimiento parcial de los requisitos para el grado de
INGENIERO QUÍMICO
Departamento de Ingeniería Química
Marzo 2016
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Cinética de reacción y degradación del sustrato NaHS en consorcios bacterianos de
fermentación anaerobia y aerobia con características oxidativas de azufre.
Copyright 2016 Laura Estefanía Alférez Páez
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CINÉTICA DE REACCIÓN Y DEGRADACIÓN DEL SUSTRATO NAHS EN
CONSORCIOS BACTERIANOS DE FERMENTACIÓN ANAEROBIA Y AEROBIAS CON
CARACTERÍSTICAS OXIDATIVAS DE AZUFRE
Proyecto de grado
Por
LAURA ESTEFANÍA ALFÉREZ PÁEZ
Presentado a la Facultad de Ingeniería de la
Universidad de los Andes
En cumplimiento parcial de los requisitos para el grado de
INGENIERO QUÍMICO
Aprobado por:
Asesora, Rocío Sierra Ramírez, Ph.D.
Jurado, Felipe Muñoz Giraldo, Ph.D.
Director del Departamento, Oscar Álvarez Solano, Ph.D.
Departamento de Ingeniería Química
Marzo 2016
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ABSTRACT
Substrate NaHS reaction and degradation kinetics for bacterial consortiums with oxidative sulphur
properties in anaerobic and aerobic fermentations (October 2016)
Laura Estefanía Alférez Páez, Universidad de los Andes, Colombia
Advisor: Rocío Sierra Ramírez, Ph.D.
The main objective of the following work is to determine the reaction and degradation
kinetics of NaHS substrate, whose behavior resembles that of H2S in biogas, through
anaerobic bacterial consortiums that have oxidative characteristics of sulphide compounds.
As for this work, commercial bacteria consortiums Odorcap 5700 that guarantee the presence
of this kind of microorganisms are used. With this product the enrichment and isolation of
anaerobic and aerobic bacteria was made, so the degradation kinetics of NaHS could be done,
based in Monod model. The NaHS concentrations used for testing were 3000 ppm and 1000
ppm. Growth test were made by spectrophotometry and substrate degradation tests by
iodometric titrations. With respect to bacteria growth it was found that for aerobic bacteria
the model that best fits with the experimental data is Monod, while for anaerobic bacteria is
Tessier. Also, because there are significant differences between the rate of substrate
degradation with and without bacteria, a kinetic that describes these behavior was found. The
model proposed by Gadekar better adjusted to the aerobic bacteria than the anaerobic.
Finally, the presence of oxygen in the medium increase the growth and the degradation rate
for aerobic bacteria.
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RESUMEN
Cinética de reacción y degradación del sustrato NaHS en consorcios bacterianos de fermentación
anaerobia y aerobia con características oxidativas de azufre. (Octubre 2016)
Laura Estefanía Alférez Páez, Universidad de los Andes, Colombia
Asesora: Rocío Sierra Ramírez, Ph.D.
Con este trabajo se quiere determinar la cinética de reacción y degradación del
sustrato NaHS, el cual asemeja su comportamiento al H2S presente en el biogás, por medio
de consorcios bacterianos anaerobios y aerobios que presentan características oxidativas de
compuestos azufrados. Para fines de este trabajo se utilizan consorcios microbianos
comerciales de referencia Odorcap 5700 que garantizan la presencia de dichos
microorganismos. Con este producto se realizó el enriquecimiento y aislamiento de bacterias
anaerobias y aerobias para luego determinar la cinética de la degradación de NaHS teniendo
como punto de partida el modelo de Monod. Las concentraciones de NaHS utilizadas para
las pruebas fueron de 3000 ppm y 1000 ppm. Las pruebas de crecimiento se hicieron por
medio de espectrofotometría y las pruebas de degradación de sustrato por medio de
titulaciones yodometricas. Con respecto al crecimiento microbiano se encontró que para las
bacterias aerobias el modelo que mejor se ajusta es el de Monod mientras que para las
bacterias anaerobias es el de Tessier. Por otra parte, debido a que existen diferencias
significativas en la tasa de degradación de sustrato que presentan las bacterias con respecto
al control abiótico, se encontró una cinética de degradación de sustrato para cada tipo de
bacterias. El modelo propuesto por Gadekar se ajustó mejor a las bacterias aerobias que a las
anaerobias.
6
DEDICACIÓN
Este trabajo se lo dedico a Gabriel Alférez.
Porque sé que siempre me has acompañado, aun cuando estamos tan lejos el uno del otro, siempre
has sido aquel que todo lo escucha y que de alguna manera me da la fuerza, los motivos y la luz para
seguir adelante y no perder el camino. Solo tu entiendes mis locuras.
vii
AGRADECIMIENTOS
Quiero agradecerles a mis padres. A mi mamá Jaquelin Páez quien me ha enseñado el amor
y la pasión por las cosas que hago, quien siempre ha estado ahí para ser ayudarme a levantar en los
momentos de dudas o derrotas. A mi papá, Oscar Alférez quien con su sensatez me ha inspirado a
luchar por aquello que quiero y a no desfallecer aun cuando todos me dicen que así no son las cosas.
Tener dos seres tan iguales pero tan diferentes, me enseñó a creer en mis convicciones y a defenderlas
con el alma y el corazón. Todo lo que soy y seré es gracias a ellos. También, quiero agradecer a mi
familia en especial a mis abuelas Mency y Rosa, quienes han sido parte fundamental de lo que soy, y
a Juan pablo quien representa la ilusión y el asombro en mi vida. Adicionalmente, le doy gracias a
Pepe grillo, solo él y yo sabemos por qué. Finalmente, agradezco la colaboración y guía de Juan
Felipe Rojas y de la Dra. Rocío Sierra, quienes siempre me asesoraron durante este trabajo y me
brindaron su ayuda cuando la necesitaba.
8888
TABLA DE CONTENIDO
Pg.
ABSTRACT....................................................................................................................... iv
RESUMEN ......................................................................................................................... v
DEDICACIÓN................................................................................................................... vi
AGRADECIMIENTOS ....................................................................................................vii
LISTA DE FIGURAS......................................................................................................... x
LISTA DE TABLAS ........................................................................................................xii
INTRODUCCIÓN .............................................................................................................. 1
1.1 Ácido sulfhídrico en el biogás y sus procesos de limpieza...................................... 2
1.2 Tecnologías para la purificación de biogás.............................................................. 3
1.3 Bacterias oxidantes de azufre................................................................................... 9
OBJETIVOS DEL PROYECTO ...................................................................................... 11
METODOLOGÍA ............................................................................................................. 12
2.1 Enriquecimiento y aislamiento de microorganismos ............................................. 12
2.2 Cinética de crecimiento ......................................................................................... 14
2.3 Cinética de eliminación de HS- .............................................................................. 15
RESULTADOS Y DISCUSIÓN ...................................................................................... 15
9
3.1 Enriquecimiento y aislamiento de microorganismos .............................................. 15
3.2 Crecimiento bacteriano y degradación del sustrato NaHS ..................................... 17
3.3 Ajuste de cinética de crecimiento bacteriano.......................................................... 21
3.4 Ajuste de cinética de degradación del sustrato NaHS. ........................................... 24
CONCLUSIONES ............................................................................................................ 26
TRABAJO FUTURO ....................................................................................................... 27
REFERENCIAS................................................................................................................ 28
ANEXOS .......................................................................................................................... 30
ANEXO 1 Tecnologías para limpieza de biogás ............................................................ 30
ANEXO 2 Procedimientos experimentales ............................................................................................. 32
10
LISTA DE FIGURAS
Figura 1. Diagrama de bloques del proceso de absorción con NaOH como solvente............ 4
Figura 2. Diagrama de bloques del proceso de absorción con metanol como solvente. ........ 5
Figura 3. Diagrama de bloques del proceso de absorción con dietanolamina como solvente.
.................................................................................................................................. 6
Figura 4. Diagrama de bloques para el proceso de absorción con polietilenglicol como
solvente. ................................................................................................................. 7
Figura 5. Diagrama de bloques del proceso THIOPAQTM ..................................................... 9
Figura 6. Inoculación para bacterias anaerobias y aerobias, en medio líquido y sólido. .... 16
Figura 7. Tinción de Gramm para medios anaerobios y aerobios. ...................................... 16
Figura 8. Crecimiento bacteriano y degradación de sustrato para bacterias anaerobias y
aerobias a una concentración de 1000 ppm de NaHS. Desviación estándar por 4
para anaerobias y por 2 para
aerobias........................................................................................... 17
Figura 9. Crecimiento bacteriano y degradación de sustrato para bacterias anaerobias y
aerobias a una concentración de 3000 ppm de NaHS. Desviación estándar por 4
para anaerobias y por 2 para
aerobias........................................................................................... 18
Figura 10. Curva de degradación del sustrato NaHS a una concentración inicial de 1000
ppm. ................................................................................................................... 19
Figura 11. Curva de degradación del sustrato a una concentración inicial de 3000 ppm…... 20
Figura 12. Ajuste de los datos experimentales a diferentes modelos de cinética de crecimiento
microbiano a. Monod, b. Moser, c. Tessier y d. Andrews........................... 22
11
Figura 13. Ajuste de los datos experimentales a diferentes modelos de cinética de crecimiento
microbiano a. Moser, b. Andrews, c. Monod y d. Tessier................................... 23
Figura 14. Modelo de degradación del sustrato NaHS para bacterias aerobias. .................. 24
Figura 15. Modelo de degradación del sustrato NaHS para bacterias anaerobias................ 25
xii
LISTA DE TABLAS
Tabla 1. Esquema de pruebas para cinética de crecimiento y degradación.......................... 14
Tabla 2. Constantes para los modelos de cinética microbiana en bacterias aerobias. .......... 21
Tabla 3. Constantes para los modelos de cinética microbiana en bacterias anaerobias. ...... 23
Tabla 4. Constantes de la cinética de degradación del sustrato NaHS. ................................ 26
Tabla 5. Procesos de remoción de H2S de biogas (Bauer, 2013)......................................... 30
Tabla 6. Composición del medio de enriquecimiento. .......................................................... 33
Tabla 7. Composición de solución de trazas ......................................................................... 34
1
INTRODUCCIÓN
Actualmente una de las fuentes de energía renovable de mayor interés es el Biogás,
cuyo proceso de producción se da a partir de la degradación de materia orgánica o biomasa
que se deriva como desecho de diferentes procesos. De esta manera alrededor del mundo se
plantea una nueva alternativa de aprovechamiento de desechos para producción de energía.
Siendo Colombia un país con un sector agrícola fuerte y teniendo en cuenta la necesidad de
generar energía, hoy en día sectores tales como avícola, porcícola, palmicultor entre otros,
implementan procesos de tratamiento de aguas residuales que no solo limpian el agua sino
que también, producen biogás. Sin embargo, este subproducto no es correctamente utilizado
ya que contiene trazas de compuestos no deseados.
El biogás producido contiene principalmente: metano (CH4) de 55-65%, dióxido de carbono
(CO2) 30-45 % y algunas trazas de sulfuro de hidrógeno (H2S) de 300-4500 ppm. La
capacidad energética del biogás está directamente relacionada con la cantidad de metano que
se tenga, de manera tal que la presencia del CO2 disminuye dicha capacidad. Mientras que el
problema que evidencia la presencia de H2S está ligado con la corrosión y el deterioro de
tuberías y equipos que transporten u operen con este gas. Lo anterior plantea un reto para
lograr la diminución o remoción total del CO2 y el H2S. En el caso de este proyecto se está
interesado en la remoción del H2S por medio de microorganismos anaerobios que tienen la
capacidad de reducir compuestos azufrados a azufre elemental. Este trabajo pretende aislar
microorganismos que posean características oxidativas de azufre para remover H2S de
corrientes de biogás.
2
1.1 Ácido sulfhídrico en el biogás y sus procesos de limpieza
El proceso de producción de biogás, es un proceso de degradación de materia orgánica
proveniente de otras actividades. Lo anterior implica la formación de sulfuros en el puesto
que esta biomasa está compuesta por diferentes aminoácidos, proteínas, enzimas y grasas, y
una vez es descompuesta por bacterias presentes en el medio quienes reducen el azufre a su
estado iónico S2- como producto secundario. La producción de H2S en procesos de
fermentación anaerobia es inevitable, razón por la cual se debe dar un especial tratamiento
a este compuesto. La composición de H2S en el biogás está entre 500 ppm y 20000 ppm.
Estas concentraciones desencadenan diferentes problemas tanto operacionales como para el
ser humano. Esto dado que es un gas de carácter tóxico, oloroso y corrosivo. De manera tal
que si se desea utilizar para producción de energía compromete el funcionamiento de
bombas, tuberías, plantas, motores de cogeneración que se utilicen con dicho propósito. Por
otra parte la quema de este gas con esta concentración genera altas concentraciones de SOx
en la atmósfera. Esto hace que sea interesante encontrar diferentes métodos para la
eliminación de este tipo de compuestos, con el fin de lograr un mejor aprovechamiento de la
energía que representa este gas. (Pokorna & Zabranska, 2015)
Existen diferentes procesos para llevar a cabo la remoción de compuestos azufrados del
biogás, estos pueden ser químicos, fisicoquímicos o biológicos. Uno de los procesos
biológicos más atractivos para lograr la remoción de dichos compuestos del biogás es la
biofiltración. Lo anterior, dado que en comparación a los procesos tradicionales es de menor
costo y presenta una eficiencia de remoción más alta. Para este compuesto comúnmente se
usan baterías como Pseudomonas putida o Thiobacillus ferroxidans o Thiobacillus
thiooxidans. (Ching-Ping Tseng, 2001) El proceso de biofiltración cuenta principalmente con
3
dos pasos: primero, se debe transferir el contaminante a una película líquida y debe ser
adsorbida en un medio solido; luego de esto el contaminante es biodegradado por los
microorganismos presentes en esta biopelícula. Esta película se encuentra inmovilizada en
diferentes materiales tales como carbón activado, compost, entre otros, los cuales aumentan
la eficiencia de remoción. (Duan, Yan, Koe, & Wang, 2007)
1.2 Tecnologías para la purificación de biogás
La remoción de H2S se puede llevar a cabo por medio de distintos procesos, estos
pueden ser de tipo físico, químico, biológico o una combinación de estos. El propósito de
estos procesos es disminuir de manera considerable la concentración de este compuesto en
la corriente de biogás de manera tal que esta sea menor a 10.4 ppm (Deublein, 2008). A
continuación se presenta una breve descripción de los diferentes procesos, adicionalmente en
Anexo1 se presenta una tabla con un resumen de estos.
1.2.1 Desulfuración con NaOH como solvente
En este caso se lleva a cabo un proceso de absorción en donde se tiene una corriente
de biogás cuyos principales componentes son el metano, dióxido de carbono y ácido
sulfhídrico y una corriente de solvente compuesta principalmente por agua e hidróxido de
sodio. De manera tal que el metano actúa como un inerte y los otros compuestos son
absorbidos. Las reacciones químicas que ocurren y el diagrama que describe el proceso se
muestran a continuación:
4
3
3 2
Figura 1. Diagrama de bloques del proceso de absorción con NaOH como solvente.
Reacciones con compuestos de electrolitos débiles:
H2O ↔ OH− + H+ (Ec. 1)
CO2 + OH− ↔ HCO− (Ec. 2)
H2S ↔ H+ + HS− (Ec. 3)
HCO− ↔ H+
+ CO− (Ec. 4)
HS− ↔ H+ + S2− (Ec. 5)
Reacciones con compuestos de electrolitos fuertes:
NaOH ↔ Na+ + OH− (Ec. 6)
1.2.2 Absorción con metanol como solvente
En este proceso se alimenta una corriente de metanol por la cima de la torre, y una
corriente de biogás por el fondo. Una vez las corrientes entran en contacto ocurre el proceso
de absorción de los compuestos a remover en el gas en el líquido, el cual sale por los fondos
5
de la torre; mientras que el biogás purificado sale por la cima. El diagrama que representa el
proceso se muestra en la figura 2. Para este proceso en especial, es comúnmente usado el
Rectisol como solvente, este tiene una mayor capacidad de absorción de impurezas, lo que
implica un menor uso de solvente y un mayor porcentaje de recuperación (Lurgi, 2010).
Figura 2. Diagrama de bloques del proceso de absorción con metanol como solvente.
1.2.3 Absorción con dietanolamina como solvente
La elección de purificación de biogás amargo con aminas presenta una alta eficiencia en
cuanto a recuperación de H2S y CO2, con pocas pérdidas de metano en el material absorbido
(Lurgi, 2010). Las aminas en fase líquida entran por la cima de la torre y se ponen en contacto
con el biogás amargo, que entra por los fondos de la torre. Una vez las sustancias se ponen
en contacto, reaccionan los gases amargos formando un compuesto soluble en la fase líquida
que entra a la torre (Erdmann, Ruiz, Martínez, Gutierrez, & Tarifa, 2012), los gases
absorbidos por las aminas salen por los fondos de la torre en una corriente líquida usualmente
6
llamada amina rica, pues contiene en su composición dióxido de carbono y sulfuro de
hidrógeno; el biogás resultante sale por la parte superior de la torre como un gas dulce.
Finalmente, la corriente de aminas ricas debe ser tratada para eliminar el H2S y el CO2
absorbidos. Tal como se puede observar en la figura 3.
Figura 3. Diagrama de bloques del proceso de absorción con dietanolamina como solvente.
1.2.4 Absorción con polietilenglicol como solvente
Este proceso funciona de la misma manera que los anteriormente descritos. Sin embargo,
posee la ventaja de no requerir una elevada presión para su implementación, aún con la
posibilidad de regenerar el vapor para posteriormente recircularlo. En la figura 4 se observa
el diagrama de bloques que describe el proceso.
7
Figura 4. Diagrama de bloques para el proceso de absorción con polietilenglicol como
solvente.
Con este proceso se pueden alcanzar fracciones másicas de 90-95% en volumen de CO2 y de
90-95% en ppm de H2S (Lopez,2011). Este tipo de solventes orgánicos tiene una mayor
afinidad que el agua hacia los compuestos deseados, lo que se ve reflejado en el ahorro de
energía en el proceso (Bauer,2013).
1.2.5 Proceso THIOPAQTM
Este proceso oxida directamente el H2S a sulfuro elemental utilizando como factor
adicional baterías sulfuroxidantes del género Thiobacilli. El ácido sulfhídrico contenido en
el biogás es absorbido cuando entra en contacto con una corriente de solución alcalina a una
presión mayor a 75 bar. Posteriormente, el sulfuro disuelto en la corriente alcalina es oxidado
en el reactor THIOPAQTM, en donde ocurren las siguientes reacciones:
8
Una vez el sulfuro es capturado y sale de la columna de absorción, ingresa al bioreactor en
donde se lleva a cabo la oxidación como se muestra en las ecuaciones que siguen:
La soda caustica utilizada como solvente durante el proceso de absorción, es regenerada en
el bioreactor. En la primera etapa, por la columna de absorción fluye NaOH el cual reacciona
como se muestra en la ecuación 7 generando NaHS, el cual será oxidado en el bioreactor
posteriormente. En la figura 5 se muestra el diagrama de bloques que describe el proceso.
9
Figura 5. Diagrama de bloques del proceso THIOPAQTM
1.3 Bacterias oxidantes de azufre
El crecimiento celular se puede modelar por medio de diferentes modelos
matemáticos, los cuales tienen en cuenta las diferentes fases de crecimiento y permiten
predecir el aumento de la población en un medio de cultivo. Esto facilita el entendimiento
del comportamiento de las bacterias. La tasa neta de crecimiento está relacionada con la
concentración del sustrato, razón por la cual se pueden usar diferentes modelos que se ajustan
a los datos experimentales, tales como Monod, Tessier, Moser y Andrews. Las ecuaciones
de estos modelos se presentan a continuación. (Gadekar, 2006)
10
Con ayuda de estos modelos y mediante regresiones no lineales se pueden encontrar los
parámetros que mejor se ajustan a las ecuaciones de cinética microbiana anteriormente
propuestas. Ahora bien, con respecto a la degradación del HS- el modelo que permite
determinar la cinética de eliminación de este compuesto está dado por:
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OBJETIVOS DEL PROYECTO
Dentro del marco de investigación del diseño de un biofiltro para la eliminación de
sulfuro de hidrógeno de una corriente de biogás tratada con hidróxido de sodio, el objetivo
principal del proyecto es: Determinar la cinética de reacción y degradación del sustrato NaHS
en fermentaciones anaerobias y aerobias llevadas a cabo por consorcios bacterianos que
presentan características oxidativas de azufre.
Para lograr este objetivo, se complementó el proyecto con los siguientes objetivos
secundarios:
1. Aislar microorganismos anaerobios y aerobios con características oxidativas de azufre.
2. Evaluar la eficiencia de remoción de NaHS y determinar la cinética de reacción y degradación
del sustrato efectuada por consorcios bacterianos tanto aerobios como anaerobios usando
como punto de partida el modelo Monod para el crecimiento de microorganismos
12
METODOLOGÍA
El trabajo experimental se lleva a cabo en tres partes. En la primera se busca hacer el
enriquecimiento y aislamiento de los consorcios bacterianos oxidativos de azufre. Para la
segunda parte se usan las bacterias previamente aisladas para la determinación de la cinética
de degradación de NaHS y finalmente, en la tercera, la cual se lleva a cabo de manera
simultánea con la segunda parte, se determina la cinética de crecimiento de las bacterias
cultivadas.
Para fines de este trabajo, se utiliza el consorcio bacteriano Odorcap 5700, el cual contiene
bacterias con capacidad de degradar compuestos como ácido sulfhídrico, hidrosulfuro de
sodio, y mercaptanos. Así mismo, degrada diferentes tipos de ácidos orgánicos volátiles.
Cabe resaltar, que este consorcio trabaja tanto en condiciones aerobias como anaerobias.
2.1 Enriquecimiento y aislamiento de microorganismos
Se deben preparar dos tipos de caldo de enriquecimiento que contienen los
componentes específicos que propician el crecimiento de bacterias anaerobias y aerobias. La
composición de los medios, así como las condiciones de crecimiento, tales como agitación,
tiempo y temperatura se encuentran en el Anexo 2.1.1. Para fines de este trabajo el medio
contiene tiosulfato de sodio el cual funciona como un factor de selección, el cual asegura que
en el medio solo proliferen bacterias oxidativas de compuestos azufrados. (Luo, Tian & Lin,
2013).
Una vez se tiene el caldo de enriquecimiento aerobio se lleva a cabo el transvase de este. En
3 Erlenmeyers de 500 mL, se adicionan 300 mL de medio en cada uno y se lleva a esterilizar.
Una vez esterilizado los medios de cultivo, se realiza el inoculo dentro de la cabina de flujo
13
laminar. Para esto se agrega 1 g de la muestra de bacterias a cada uno de los Erlenmeyers,
se tapa y se deja en un shaker a 130 rpm y 30°C. El medio inoculado debe durar en agitación
alrededor de 48 h. Este primer inoculo busca seleccionar las bacterias oxidativas de
compuestos azufrados presentes en el producto. Con el fin de verificar el crecimiento de
bacterias oxidativas de azufre y del género thiobacillus, se lleva a cabo una tinción de
Gramm como se especifica en el anexo 2, como resultado se espera observar la presencia de
bacilos gram negativos en la muestra.
Una vez se tiene el inoculo primario y se ha comprobado la probable presencia de los
microorganismos deseados, se realiza un inoculo secundario líquido a líquido tanto para
anaerobias como para aerobias. Para ambos casos, en 3 Erlenmeyers de 500 mL, se adicionan
300 mL de medio líquido, se regula el pH del medio en 7.5 y se esteriliza. Una vez que los
medios han sido esterilizados se toma 1 mL del inoculo primario y se agrega al medio nuevo.
Todo este procedimiento se lleva a cabo dentro de la cabina de flujo laminar. Para los medios
aerobios se utiliza un tapón de gasa el cual permite la libre circulación del oxígeno en el
medio. Mientras que para los medios anaerobios se emplea un tapón con manguera y se
realiza una purga de nitrógeno de 1L/min durante 3 min. Esto para garantizar el
desplazamiento del oxígeno del medio, obteniendo una atmósfera anaerobia. De igual forma
los Erlenmeyers se dejan en un shaker durante 48h a 130 rpm, 30 °C. (Starosvetsky,
Zukerman, & Armon, 2013)
Una vez se culmina el proceso de enriquecimiento, se realiza una siembra en medio sólido
para así aislar los consorcios bacterianos. Para esto se siguen los protocolos planteados por
(Luo, Tian & Lin, 2013) que se encuentran descritos en el Anexo 2.1.1. Adicionalmente, para
las bacterias anaerobias, el proceso de siembra se realiza dentro de una cámara de
14
anaerobiosis, y las cajas de Petri resultantes se almacenan en un tanque de anaerobiosis.
Ambos tipos de bacterias son llevados a la incubadora a una temperatura de 30°C.
2.2 Cinética de crecimiento
Una vez se obtienen las bacterias aerobias y anaerobias aisladas en medio sólido, se realiza
nuevamente una tinción de Gramm para verificar el crecimiento de bacilos gram negativos
en los cultivos, descartando así la contaminación del medio.
Para determinar la cinética de crecimiento bacteriano se preparan caldos aerobios y
anaerobios tales como en el literal anterior. Sin embargo, no se agrega tiosulfato de sodio ya
que este será remplazado por el sustrato a analizar (NaHS) en concentraciones de 3000 ppm
y 1000 ppm, para cada medio de cultivo. El esquema de las pruebas a realizar se muestra en
la tabla 1.
Tabla 1. Esquema de pruebas para cinética de crecimiento y degradación.
Concentración
[ppm]
Anaerobias Aerobias
Inoculado Control Inoculado Control
3000 2 1 2 1
1000 2 1 2 1
Tanto para bacterias aerobias como para anaerobias, se realiza un inoculo de sólido a líquido,
para el cual se siguen los procedimientos explicados en el numeral 2.1, con la diferencia de
que se toman bacterias desde el medio sólido correspondiente y se agregan al medio líquido.
En el caso de las bacterias anaerobias, se debe llevar a cabo la purga de nitrógeno como se
explicó previamente. En el momento en que se realiza el inoculo se empieza el muestreo,
este se lleva a cabo durante 45 horas y se toman muestras en diferentes intervalos de tiempo.
La capacidad de la celda es de 1 mL por ende se toma muestra diluida en un factor de 1:5
con agua destilada. La muestra es agitada y luego se toma la medida en el espectrofotómetro
15
a una longitud de onda de 600 nm. Con los resultados obtenidos para cada una de las
muestras, se debe llevar a cabo una regresión no lineal que permita ajustar los parámetros
necesarios para los modelos explicados en el literal 1.3.
2.3 Cinética de eliminación de HS-
Para determinar la cinética de degradación de HS- se debe cuantificar la cantidad de
sulfuros presentes en la muestra. El esquema de pruebas se presenta anteriormente en la tabla
1. La cuantificación se lleva a cabo mediante el método de titulación yodométrica la cual es
descrita en el anexo 2.1.2. De manera simultánea con el procedimiento del numeral anterior,
se toma una muestra de 2 ml en tubos falcon, para posteriormente proceder a titular.
Para este protocolo es necesario llevar a cabo un control abiótico para verificar que la tasa de
eliminación del NaHS sea únicamente debido a la acción de las bacterias y no se asocie con
pérdidas por volatilización o agitación de las muestras. Los datos obtenidos se ajustan al
modelo explicado en el literal 1.3.
RESULTADOS Y DISCUSIÓN
A continuación se muestran los resultados de la metodología anteriormente planteada.
Al igual que en la metodología los resultados se presentan en tres secciones, correspondientes
a las tres secciones planteadas anteriormente.
3.1 Enriquecimiento y aislamiento de microorganismos
Como se enunció en el protocolo planteado en la metodología, se preparó una
solución primaria cuyo objetivo era lograr una primera selección de bacterias con facultades
oxidativas del azufre presentes en el consorcio bacteriano liofilizado Odorcap 5700.
Posteriormente, se realizó el inoculo primario tanto para los medios aerobios y los
16
anaerobios. Transcurridos los 3 días de incubación en el shaker se realizó la siembra en medio
sólido. En la figura 6 se muestra dichos procesos.
Figura 6. Inoculación para bacterias anaerobias y aerobias, en medio líquido y sólido.
Se realizó una tinción de Gramm a los diferentes medios para confirmar el crecimiento de
bacilos gram negativos, obteniendo resultados positivos como se muestra en la figura 7. Con
respecto a las bacterias aerobias, se observa claramente bacterias de forma alargada color
rosa, mientras que en los medios anaerobios, se observa una mezcla de bacilos gram
negativos y cocos gram positivos.
Figura 7. Tinción de Gramm para medios anaerobios y aerobios.
Una vez comprobada la presencia de las bacterias deseadas, se realizó una nueva serie de
inóculos líquidos y siembra en medio sólido con el fin de preservar las bacterias para pruebas
posteriores.
17
Ab
sorb
an
cia
[n
m]
Co
nce
ntr
aci
ón
de
Na
HS
[p
pm
]
3.2 Crecimiento bacteriano y degradación del sustrato NaHS
Las pruebas se llevaron a cabo para concentraciones de 1000 ppm y 3000 ppm de
NaHS, tanto para bacterias anaerobias como aerobias. En la figura 8 se muestra el
crecimiento bacteriano y la degradación del sustrato en un lapso de 45 horas para la primera
concentración.
0,40 500
0,35
450
0,30 400
0,25 350
0,20 300
0,15 250
0,10
0,05
0,00
Crecimiento Anaerobias
Crecimiento Aerobias
Degradación NaHS Anaerobias
Degradación NaHS Aerobias
200
150
100
0 500 1000 1500 2000 2500 3000
Tiempo [min]
Figura 8. Crecimiento bacteriano y degradación de sustrato para bacterias anaerobias y
aerobias a una concentración de 1000 ppm de NaHS. Desviación estándar por 4 para
anaerobias y por 2 para aerobias.
Como se observa en la figura anterior a una concentración de 1000 ppm se favorece el
crecimiento de las bacterias anaerobias, sin embargo, las bacterias aerobias favorecen la
degradación del sustrato. En otras palabras, esto significa que las bacterias aerobias tienen
un crecimiento más lento, pues su fase exponencial no es pronunciada, pero la tasa de
degradación de NaHS es mayor. El delta de concentración alcanzado con las bacterias
anaerobias es de 103,82 ppm mientras que el de las bacterias aerobias es de 182,92 ppm. Así
18
Ab
sorb
an
cia
[n
m]
Co
nce
ntr
aci
ón
Na
HS
[p
pm
]
mismo, en las curvas de crecimiento se muestran las barras de error calculadas con los datos
obtenidos por las réplicas realizadas. De manera tal que la desviación estándar promedio para
los datos de crecimiento obtenidos en las bacterias anaerobias es de 0.0031 y para las aerobias
es de 0.0060.
En la figura 9 se muestra el crecimiento bacteriano y la degradación del sustrato en un lapso
de 45 horas para una concentración inicial de 3000 ppm de NaHS. Al igual que en la anterior
concentración las bacterias anaerobias presentan mayor crecimiento que las aerobias, sin
embargo, se tiene un menor crecimiento con respecto a la concentración de 1000 ppm. El
delta de crecimiento de las bacterias anaerobias a 1000 ppm es de 0.1548 mientras que a 3000
ppm es de 0.0826, esto se debe a una posible inhibición de crecimiento ocasionada por el
exceso de sustrato presente en el medio. Este es un tipo de inhibición reversible el cual ocurre
cuando el exceso de sustrato provoca una disminución en la actividad celular.
0,25 1800
0,20
1600
1400
0,15
1200
1000
0,10
0,05
0,00
Crecimiento Anaerobias
Crecimiento Aerobias
800
600
400
200
0
0 500 1000 1500 2000 2500 3000 Tiempo [min]
Figura 9. Crecimiento bacteriano y degradación de sustrato para bacterias anaerobias y
aerobias a una concentración de 3000 ppm de NaHS. Desviación estándar por 4 para
anaerobias y por 2 para aerobias.
19
Anaerobias Inoculado
Anaerobias Control
Aerobias Inoculado
Aerobias Control
Co
nce
ntr
aci
ón
Na
HS
[p
pm
]
Ahora bien, con respecto a la degradación del sustrato, el cambio de concentración de sustrato
para las bacterias anaerobias es de 716.88 ppm mientras que en las aerobias es de 566.08
ppm. Esto difiere de lo encontrado a una menor concentración sin embargo, corrobora lo
encontrado en la literatura en donde a mayores concentraciones se prefiere un tratamiento
anaerobio para la remoción del ácido sulfhídrico no deseado.
500
450
400
350
300
250
200 0 500 1000 1500 2000 2500 3000
Tiempo [min]
Figura 10. Curva de degradación del sustrato NaHS a una concentración inicial de 1000
ppm.
En la figura 10 se puede observan la degradación del sustrato a través del tiempo, para ambos
tipos de bacterias, y a su vez se registra el cambio en la concentración del control abiótico,
esto con el fin de evidenciar si existen perdidas de sustrato por factores externos. En la figura
11 se presenta lo mismo pero para una concentración inicial de 3000 ppm.
20
Co
nce
ntr
aci
ón
Na
HS
[p
pm
]
1800
1600
1400
Aerobias Inoculado
Aerobias Control
Anaerobias Inoculado
Anaerobias Control
1200
1000
800
600
400
200
0
0 500 1000 1500 2000 2500 3000
Tiempo [min]
Figura 11. Curva de degradación del sustrato NaHS a una concentración inicial de 3000
ppm.
En ambas figuras se puede apreciar que aunque el control no permanece constante, las
bacterias ayudan a la degradación del sustrato. Con respecto al control abiótico, el cambio de
la concentración con respecto al tiempo probablemente se debe a la reacción entre el NaHS
y el oxígeno presente en el aire, esta reacción ocurre comúnmente en los distintos procesos
de desulfuración explicados en la introducción. Cabe resaltar que aunque las condiciones
anaerobias se crearon a partir de una purga de nitrógeno, el oxígeno presente en el medio
pudo ocurrir por pequeñas filtraciones en el montaje o durante la toma de muestras. Por ende,
se puede decir que tanto las bacterias anaerobias como las aerobias actúan como un
catalizador en el proceso de remoción de H2S, acelerando la reacción y aumentando la
remoción de dicho compuesto presente en el biogás.
21
3.3 Ajuste de cinética de crecimiento bacteriano.
Con los datos obtenidos y por medio de regresiones lineales se encuentra el valor de
la tasa de crecimiento específica para cada una de las concentraciones. Los datos obtenidos
son extrapolados para concentraciones más bajas. Esto debido a que durante el desarrollo de
este trabajo se realizaron pruebas con concentraciones menores a 500 ppm para las cuales no
fue posible registrar los datos, debido a la precisión necesaria para detectar un cambio en los
datos. Es por esto que finalmente se utilizan concentraciones mayores y se extrapolan los
diferentes modelos.
Tabla 2. Constantes para los modelos de cinética microbiana en bacterias aerobias.
Como se observa en la figura 12 y se aprecia en los valores reportados en la tabla 2, el modelo
de cinética de crecimiento que mejor se ajusta a los datos obtenidos es el modelo del Monod,
esto se puede afirmar debido a que con este ajuste se obtuvo el menor valor en la diferencia
cuadrada de las residuales.
22
Figura 12. Ajuste de los datos experimentales a diferentes modelos de cinética de
crecimiento microbiano a. Monod, b. Moser, c. Tessier y d. Andrews.
Así mismo, el modelo que menos se ajusta es el de Andrews, debido a que este contempla
dentro de su cinética la posible inhibición en el crecimiento bacteriano, lo cual para las
bacterias aaerobias no ocurre ya que experimentalmente se comprobó que el aumento en la
concentración del sustrato resulta en un aumento de crecimiento bacteriano. Ahora bien, de
la misma forma se realizó el ajuste de las cinéticas de crecimiento bacteriano para las
bacterias anaerobias, utilizando las mismas concentraciones
23
Tabla 3. Constantes para los modelos de cinética microbiana en bacterias anaerobias.
Figura 13. Ajuste de los datos experimentales a diferentes modelos de cinética de crecimiento
microbiano a. Moser, b. Andrews, c. Monod y d. Tessier.
Como se observa en la figura 13 y en la tabla 3 el modelo que mejor se ajusta a los datos
experimentales obtenidos para las bacterias anaerobias es el de Tessier puesto que se obtuvo
24
Ta
sa
de
utiliza
ció
n d
el su
str
ato
[C
s/s
]
el menor valor en la diferencia cuadrada de las residuales. Sin embargo, el valor de las
residuales obtenido por el ajuste no es tan pequeño como el del modelo ajustado a las
bacterias aerobias. Esto explica el hecho de que el crecimiento de las bacterias anaerobias
fue acelerado mientras que su proceso de degradación de sustrato es lento. Adicionalmente,
dado que en el cultivo no solo existían bacilos gram negativos sino también de cocos gram
negativos, pueden existir interferencias en las medidas registradas tanto para el crecimiento
bacteriano como para la degradación del sustrato.
3.4 Ajuste de cinética de degradación del sustrato NaHS.
Para realizar el ajuste de la cinética de degradación del sustrato en estudio se utilizó
el modelo propuesto por Gadekar. Esto se puede hacer dado que existe una diferencia el
cambio de la concentración del sustrato a través del tiempo en presencia de bacterias
anaerobias o aerobias con respecto al control abiótico.
-4
x 10 5
Modelo Gadekar
Observados
4
3
2
0 50 100 150 200 250 300 350 400 450 500 550
Tasa de crecimiento de bacterias [Cb/s]
Figura 14. Modelo de degradación del sustrato NaHS para bacterias aerobias.
25
Como se observa en la figura 14 el modelo planteado se ajusta a los datos registrados
experimentalmente, la suma del cuadrado de las residuales tiene un valor de 1.54E-09. Este
modelo indica que la tasa de consumo de sustrato mantiene una relación prácticamente lineal
con la tasa de crecimiento bacteriano. Lo cual se puede evidenciar en las figuras 8 y 9. Tanto
para las bacterias aerobias como para las anaerobias. En el caso de las anaerobias, el modelo
se ajusta a los datos experimentales y la suma del cuadrado de las residuales toma un valor
de 1.026E-08. El ajuste se muestra en la figura 15.
Figura 15. Modelo de degradación del sustrato NaHS para bacterias anaerobias.
Las constantes encontradas por medio del ajuste del modelo para los dos tipos de bacterias
se presentan en la tabla 4. Al igual que con las cinéticas de crecimiento microbiano, el modelo
se ajusta mejor a los datos obtenidos para las bacterias aerobias.
26
Tabla 4. Constantes de la cinética de degradación del sustrato NaHS.
CONCLUSIONES
Con la presente investigación se logró determinar la cinética de crecimiento y
degradación del sustrado NaHS para consorcios bacterianos de tipo aerobio y anaerobio. De
esta manera, se obtuvo que la mayor tasa de degradación ocurre en presencia de bacterias
aerobias, esto dado que la presencia de óxigeno en el medio favorece tanto el crecimiento
como la oxidación del compuesto en estdudio. Por otra parte, las bacterias anaerobias trabajan
mejor a concentraciones altas que las bacterias aerobias. En ambos casos, se puede decir que
la presencia de bacterias en el proceso de desulfurización de biogas TIOPAQTM, asemeja el
comportamiento de un catalizador. Es decir, tanto las bacterias aerobias como las anaerobias
logran mayors tasas de remoción de sustrato en compartación al proceso de oxidación que se
lleva a cabo en presencia de óxigeno unicamente. Por otra parte, se logró establecer que el
modelo que mejor describe el comportamiento de las bacterias aerobias es Monod mientras
que para las anaerobias es Tessier. Por ultimo, el modelo planteado por Gadekar para la
cinética de degradación del sustrato se ajusta a los datos obtenidos expermientalmente,
permitiendo ver la relación existente entre la tasa de utilización de sustrato y la tasa de
crecimiento bacteriano. De manera tal que, las bacterias aerobias se ajustan mejor al modelo,
pues presentan una relación casi lineal entre las variables (Gadekar, 2006).
27
TRABAJO FUTURO
Como trabajo future se sugiere realizar mejoras en el protocolo seguido para las
bacterias anaerobias, ya que mantener dichas condiciones siempre present una dificultad en
el desarrollo de la experimentación, razón por la cual los resultados obtenidos se vieron
afectados. Así mismo, se propone realizar la identificación de las bacterias que se tenian tanto
en medio aerobio como anaerobio, puesto que el producto con el que se trabajo es un
consorcio bacteriano, que trae tanto bacterias aerobias como anaerobias y adicionalmente,
enzimas, lo cual genera ruido en los resultados. Por ultimo, se recomienda realizar una prueba
de agares para ambos tipos de bacterias, esto con el fin de simplificar el medio de cultivo, ya
que el que se utilizó durante este trabajo era demasiado elaborado, lo cual si se piensa a nivel
industrial no es conveniente.
28
REFERENCIAS
American Public Health Association. (1980). Standard Methods for the examination of water and
wastewater. Washington D.C: American Public Health Association.
Cárdenas, C. (2015). Condiciones de operación de una reactor semibatch para aplicación de la
biodepuración de ácido sulfhídrico. Bogotá, Colombia: Universidad de los Andes.
Ching-Ping Tseng, Y.-C. C. (2001). Biological elimination of H2S and NH3 from wastegases by
biofilter packed with immobilized heterotrophic bateria., 43, 1043–1050.
Duan, H., Yan, R., Koe, L. C. C., & Wang, X. (2007). Combined effect of adsorption and
biodegradation of biological activated carbon on H2S biotrickling filtration. Chemosphere,
66(9), 1684–1691. http://doi.org/10.1016/j.chemosphere.2006.07.020
Elkanzi, E. (2009). Simulation of the Process of Biological Removal of Hydrogen Sulfide from
Gas. Proceedings of the 1st Annual Gas Processing Symposium, 1-10.
Erdmann, E., Ruiz, L. A., Martínez, J., Gutierrez, J. P., & Tarifa, E. (2012). Endulzamiento De Gas
Natural Con Aminas. Simulación Del Proceso Y Análisis De Sensibilidad Paramétrico.
Retrieved May 9, 2016, from http://www.redalyc.org/articulo.oa?id=323627688008
Gadekar, S. (2006). Batch and continuous biooxidation of sulphide by Thiomicrospira sp. CVO:
Reaction kinetics and stoichiometry, 40, 2436–2446.
Haghighatafshar, S. (2012). Management of hydrogen sulfide in anaerobic digestion of enzyme
pretreated marine macro-algae. Lund, Suecia: Lund University.
Henshaw, P. F., Bewtra, J. K., & Biswas, N. (1998). Hydrogen sulphide conversion to elemental
sulphur in a suspended growth continous stirred tank reactor using Chlorobium Limicola.
Water Research , 32, 1769-1778.
López, P. J. (2011). Tratamiento con solventes para el proceso de endulzamiento de gas
natural. Veracruzana: Universidad Veracruzana, Facultad de Ciencias Químicas.
29
Lurgi. (2010). The Rectisol process. Lurgis's leading technology for purification and
conditioning of synthesis gas. Frankfurt, Alemania.
N. Giraldo, J. I. Huertas y S. Izquierdo, «Removal of H2S and CO2 from biogas by amine
absorption,» 2011. [En línea]. Available: http://www.intechopen.com/books/mass-
transfer- in-chemical-engineering-processes/removal-of-H2S-and-CO2-from-biogas-
by-amine- absorption.
Pokorna, D., & Zabranska, J. (2015). Sulfur-oxidizing bacteria in environmental technology.
Biotechnology Advances, 33(6), 1246–1259.
http://doi.org/10.1016/j.biotechadv.2015.02.007
Starosvetsky, J., Zukerman, U., & Armon, R. H. (2013). A simple medium modification for isolation,
growth and enumeration of Acidithiobacillus thiooxidans (syn. Thiobacillus thiooxidans)
from water samples. Journal of Microbiological Methods, 92(2), 178–182.
http://doi.org/10.1016/j.mimet.2012.11.009
Stewart, M. (2014). Surface Production Operations - Design of Gas-Handling Systems and Facilities
(Tercera Edición ed., Vol. II). (G. P. Publishing, Ed.) Waltham, MA, EE.UU: ELSEVIER.
Tang, K., Baskaran, V., & Nemati, M. (2009). Bacteria of the sulphur cycle: An overview of
microbiology, biokinetics and their role in petroleum and mining industries. Biochemical
Engineering Journal , 44, 73-94.
30
Tabla 5. Procesos de remoción de H2S de biogas (Bauer, 2013).
Método
Opción Equipos
involucrados Condiciones de
operación
Ventajas
Desventajas
Absorción con agua como
solvente
· Torre de
Absorción de
Platos · Intercambiadore s de calor
· Separador Flash
· Bomba
· Compresor
· Mezclador
· Torre empacada a 20°C
y presión
atmosférica · Pirolisis a presión
atmosférica y 500°C · Calcinación
hasta 700°C y
presión
atmosférica
· Alta pureza obtenida (>97%
CH4) · Remoción simultanea de H2S (H2S <300 cm3/m3) · La capacidad es ajustable por cambios en la presión o
temperatura de operación · Bajas perdidas de CH4 (<2%)
· Inversión y operación
costosa. ·Obstrucción debido al crecimiento de bacterias.
·Es posible la formación de
espuma.
·Baja sensibilidad con
respecto a la variación del
gas de entrada.
Desulfuración de biogás por
medio de la adsorción en lodos
de aguas residuales tratadas
térmicamente.
· Torre empacada
de adsorción
· Hornos para
pirolisis y
calcinación
· Presión entre 1
-2 atm y 21°C.
· Remoción simultanea de H2S y CO2. · Tecnología amigable con el
ambiente
· Alta demanda energética
debido a las condiciones
térmicas presentes.
·Baja pureza obtenida.
·Perdida alta de CH4.
Tecnología
de
membrana
Gas/Gas
Líquido/Líquido
· Membrana de
osmosis inversa
· Presión
ligeramente
superior a la
atmosférica y
una temperatura
entre 30-65°C
· Pureza obtenida de <92% de
CH4. · Remoción simultanea de H2S y H2O. · Construcción simple.
· Operación sencilla.
· Alta fiabilidad.
· Es recomendable para
pequeños flujos de gas.
· Baja selectividad de la
membrana: compromiso
entre la pureza y el flujo de
gas obtenido.
·Múltiples pasos
intermedios.
·Perdida alta de CH4.
Desulfuración química de biogás
por medio de torres de lavado
(utilizando NaOH)
· Torre empacada
· Torre
empacada a 25°C
y 7 atmósferas.
· Regeneración
del adsorbente a
1atm y mínimo
280°C.
· Para concentraciones
menores de 2% de H2S una
eficiencia del 99%.
· Para concentraciones
mayores, una eficiencia del
90-95%.
· Pureza de 95%vol. de CH4
· Inversión y operación
costosa. · Precipitación de sales.
PSA/VSA
· Carbón activado
· Zeolitas
naturales o
sintéticas · Sílice
· Torre empacada
· Torre con
biofiltro · Cepa bacteriana
· Depende de cada
microorganismo,
pero en general,
se recomienda
una temperatura
de 30°C. Un pH
inferior a 4 para
bacterias
oxidativas y
· Altamente eficiente (95-98
% CH4). · Remoción de H2S. · Bajo gasto energético.
· Técnica compacta.
· Recomendable para bajas
capacidad de planta.
· Inversión y operación
costosa.
·Es necesario un control
extensivo del proceso.
·Perdida alta de CH4.
31
presión
atmosférica.
Procesos biológicos
· Reactor
· Compresor: aproximadament
e 8 bares y -45°C.
· Boquilla de
expansión: 8-10
bares y -110°C.
· Remoción de H2S y CO2. · Enriquecimiento de CH4. · No se presentan productos
no deseados.
· Es necesario agregar H2. · Experimental, no es
recomendable a gran
escala.
Método
Opción Equipos
involucrados Condiciones de
operación
Ventajas
Desventajas
Separación criogénica
· Compresores
· Intercambiador
es de calor
· Columna de
destilación
·Torre empacada
a 25°C y 3
atmósferas.
·Intercambiador
de Calor a 95 °C
·Torre de
absorción con una
presión de 20 atm ·Flash: temperatura de
25 °C y una
presión de 6 atm.
·Boquilla de
expansión: reduce
la presión a 6 atm
· Pureza obtenida de 90-95 %
de CH4. · Bajo gasto energético para
obtener biometano liquido
· Inversión y operación
costosa.
·El CO2 puede permanecer en el CH4.
Absorció n
química
Dietanolamina
(amina) como
solvente
· Torre de
Absorción de
Platos
· Intercambiador
es de calor
· Columna de
destilación
(recuperación) · Mezclador · Bombas
· Separador
Flash
·Torre de
absorción con una
presión de 10 atm
· Alta pureza obtenida (>99%
CH4) · Costo
operacional bajo.
· Regenerativo.
· Mayor absorción de CO2 con
respecto a la purificación con
agua.
· Muy baja perdida de CH4
(<0.1%).
· Inversión costosa.
· Requiere calor para la
regeneración.
· Corrosión.
· Precipitación de sales.
·Descomposición y
envenenamiento de la
amina debido al O2 y otros
químicos presentes. · Formación de espuma.
Metanol (rectisol)
como solvente
· Torres de
Absorción (de
Platos y
empacada)
· Intercambiador
es de calor
· Bombas
· Compresores
·Debido a que se
necesita el
metanol
refrigerado, se
trabajan con
temperaturas
entre los -22 °C y - 2°C ·De igual forma se
trabajan con altas
presiones de
alrededor de 10
atm
· Se obtiene una corriente de
gas con una composicional
rededor del 95% de CH4 y con
una remoción casi completa
de H2S.
· Inversión y operación
costosa. · Gran cantidad de equipos.
32
Polietilenglicol
(selexol) como
solvente
· Torre de
Absorción de
Platos
· Intercambiador
es de calor
· Separador Flash
· Bomba
· Compresor
· Mezclador
·Torre de
absorción con una
presión de 10 atm
· Alta pureza obtenida (>97%
CH4) · Remoción simultanea de componentes tales como:
H2S, NH3, HCN y H2O. · Gasto energético favorable con respecto a la purificación
con agua. · Bajas perdidas de CH4.
· Inversión y operación
costosa.
·Dificultad en la operación.
·Regeneración de solvente
incompleta.
·Se reduce la pureza
obtenida con la dilución de
glicol en agua.
N-metilpirrolidona
(purisol) como
solvente
· Torre de
Absorción de
Platos
·
Intercambiadore
s de calor
· Mezclador
· Bombas
· Separador Flash
· Compresor
·Torre de
absorción con una
presión de 10 atm
· Se obtiene una corriente de
gas con una composición
alrededor del 90% de CH4 y
con una remoción casi
completa de H2S.
· Inversión y operación
costosa.
· Precipitación de sales.
· Formación de espuma.
· Elevado costo de materias
primas.
33
ANEXO 2. PROCEDIMIENTOS EXPERIMENTALES
Los procedimientos experimentales realizados en esta investigación, se describen en las
siguientes secciones. En primer lugar se explicará el manejo de las muestras con
microorganismos dentro del laboratorio ya que es fundamental para el desarrollo correcto de
los procedimientos que se describen. Posteriormente, se explicarán las metodologías
realizadas en la investigación.
A.2.1 Enriquecimiento y selección de los microorganismos
Para el enriquecimiento de los microorganismos se preparan caldos en los cuales se
seleccionan los microorganismos que poseen características oxidativas de compuestos
azufrados. En la Tabla 2 se muestra la composición de los caldos para los microorganismos
aerobios y anaerobios. Cabe resaltar que los medios de cultivo para la inoculación en medio
sólido no llevan agar.
34
Para el medio aerobio, en un Erlenmeyer de 500 mL se adicionan 300 mL de caldo de
enriquecimiento. Se esteriliza el caldo, se ajusta el pH a 7.5 con HCl al 0,1 M y luego, dentro
de la cabina de flujo laminar se adicionan 1 g del consorcio bacteriano comercial. Finalmente,
se tapa el Erlenmeyer para evitar contaminación de este y se lleva a agitación durante 2 días
a 30˚C y 180 rpm.
Para el medio anaerobio, en un Erlenmeyer de 500 mL se adicionan 300 mL de caldo de
enriquecimiento anaerobio. Se esteriliza el caldo, se ajusta el pH a 7.5 con HCl al 0,1 M y
luego dentro de la cabina de flujo laminar se adicionan 1g del consorcio bacteriano comercial.
Luego se realiza una purga de nitrógeno al medio de 1 L/min durante 5 min
aproximadamente. Una vez se tienen las condiciones anaerobias, se sella el recipiente con un
tapón con manguera y pinza. Finalmente se lleva a agitación a 30˚C y 180 rpm con una
chaqueta de iluminación.
Tabla 6. Composición del medio de enriquecimiento.
35
* El Agar se utiliza únicamente para preparar medio sólido.
** La composición de la solución de trazas se muestra en la Tabla 3.
Tabla 7.Composición de solución de trazas
La siembra en medio sólido pretende llevar el inoculo del medio líquido anteriormente
preparado a un nuevo medio. De igual forma, se prepara caldo anaerobio con agar y se
esteriliza. Una vez el caldo salga del autoclave, se debe esperar a que la temperatura
disminuya de manera tal que el recipiente pueda ser manipulado. Luego se sirve de 20-25
mL de caldo con agar en cada caja de Petri. Las cajas de Petri utilizadas deben ser
previamente esterilizadas. Una vez se solidifique el agar se pueden guardar las cajas en la
nevera hasta su uso. Las cajas deben estar selladas con parafilm y boca abajo para evitar la
entrada de agua al medio.
36
Para el cultivo anaerobio, se deben preparar 5 tubos falcon con 9 mL de caldo de
enriquecimiento anaerobio con los cuales se espera realizar el procedimiento de diluciones
seriadas, en los cuales se adiciona 1 mL de muestra al primer falcon, se mezcla bien y luego
se adiciona 1 mL de este al siguiente. De estas diluciones, se siembra 0.1 mL en una caja de
Petri. Este procedimiento se lleva a cabo dentro de la cámara de anaerobiosis para asegurar
las condiciones anaerobias del sistema. Finalmente, las cajas se almacenan un recipiente de
anaerobiosis y se adiciona un sobre de BBL GasPak Plus® para consumir el oxígeno. Se deja
en la incubadora a 30˚C con iluminación por 5-6 días.
Después del tiempo de incubación, guardar las cajas de Petri bien cerradas y forradas en
nevera hasta su próximo uso.
A.2.1.2 Cuantificación de los sulfuros
La cuantificación de los sulfuros se realiza por medio de la titulación yodométrica. Aquí se
describirá el funcionamiento de la titulación. Para la solución patrón de yodo se utiliza el
reactivo de wijs y una solución de KI al 0.16%. Se prepara una solución de tiosulfato de sodio
a un normalidad de 0.025.
Se toma un volumen de muestra conocido. A este volumen de muestra se le añade una
cantidad en exceso de solución patrón de yodo. Este exceso se puede determinar por
estequiometria de la siguiente reacción:
Inmediatamente se añaden 10 gotas de ácido clorhídrico concentrado. Se comienza a
adicionar tiosulfato de sodio hasta que el color de la muestra comience a tornarse de un color
amarillo pálido. En este caso no se utiliza indicador de almidón ya que la prueba se realiza
37
con un titulador digital y un electrodo que mide el voltaje de la muestra y lo relaciona
directamente con el pH.
La cantidad de sulfuros se calcula por medio de la siguiente expresión:
