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Insetti protetti dalla Direttiva Habitat: Citizen Science e monitoraggio Manuale tecnico Un progetto dell’Arma dei Carabinieri e del Ministero dell’Ambiente e della Tutela del Territorio e del Mare Marco Bardiani, Eleonora Bianchi, Alessandro Campanaro, Serena Corezzola, Sönke Hardersen, Emanuela Maurizi, Fabio Mosconi, Lara Redolfi De Zan, Giuseppino Sabbatini Peverieri, Ilaria Toni, Livia Zapponi

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Insetti protetti dalla Direttiva Habitat:

Citizen Science e monitoraggio

Manuale tecnico

Un progetto dell’Arma dei Carabinieri e del Ministero dell’Ambiente e della Tutela del Territorio e del Mare

Marco Bardiani, Eleonora Bianchi, Alessandro Campanaro, Serena Corezzola, Sönke Hardersen,

Emanuela Maurizi, Fabio Mosconi, Lara Redolfi De Zan, Giuseppino Sabbatini Peverieri, Ilaria Toni, Livia Zapponi

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A cura di: Marco Bardiani1, Eleonora Bianchi3, Alessandro Campanaro1,2, Serena Corezzola1, Sönke Hardersen1, Emanuela Maurizi2, Fabio Mosconi2, Lara Redolfi De Zan1,2, Giuseppino Sabbatini Peverieri2 , Ilaria Toni1, Livia Zapponi1,2

Progetto grafico: Mara Tisato1

1 Centro Nazionale per lo Studio e la Conservazione della Biodiversità Forestale “Bosco Fontana” Carabinieri, Via Carlo Ederle 16/a, 37126 Verona2 Consiglio per la Ricerca in Agricoltura e l’Analisi dell’Economia Agraria - Centro di ricerca Difesa e Certificazione, Via di Lanciola 12/a, 50125 Cascine del Riccio, Firenze3 Direzione Generale per la Protezione della Natura e del Mare, Ministero dell’Ambiente e della Tutela del Territorio e del Mare, Via Capitan Bavastro 147, 00154 Roma

Coordinamento del progetto:Col. Franco Mason - Centro Nazionale Biodiversità Forestale “Bosco Fontana” Carabinieri (CUFAA)

Hanno contribuito alla realizzazione:Gen. D. Davide De Laurentis - Vice Comandante Comando Unità Forestali Ambientali e Agroalimentari Carabinieri (CUFAA)Dr.ssa Maria Carmela Giarratano Direttore Generale Direzione Generale per la Protezione della Natura e del Mare, Ministero dell’Ambiente e della Tutela del Territorio e del Mare (PNM-MATTM)Col. Raffaele Pio Manicone - Comandante del Raggruppamento Biodiversità (CUFAA)Dott. Antonio Maturani (PNM-MATTM)Gen. C.A. Antonio Ricciardi - Comandante (CUFAA)Dott. Pio Federico Roversi - Direttore Centro di ricerca Difesa e Certificazione, Consiglio per la Ricerca in Agricoltura e l’analisi dell’Economia Agraria

Assistenza amministrativa:Dr.ssa Luisa Farina PNM-MATTMMagg. Costantino Marzano CUFAAApp. sc. Q.S. Marco Tedeschi CUFAA

Citazione consigliata: Bardiani M., Bianchi E., Campanaro A., Corezzola S., Hardersen S., Maurizi E., Mosconi F., Redolfi De Zan L., Sabbatini Peverieri G., Toni I. & Zapponi L., 2018. Insetti protetti dalla Direttiva Habitat: Citizen Science e monitoraggio. Manuale tecnico. Quaderni Conservazione Habitat 8, Centro Nazionale Biodiversità Forestale Carabinieri “Bosco Fontana”. Cierre Grafica, Verona, 48 pp.

La pubblicazione è finanziata dalla Direzione Generale per la Protezione della Natura e del Mare del Ministero Ambiente e Tutela del Territorio e del Mare con la Convenzione “Promozione della rete Natura 2000 e il monitoraggio a scala nazionale di specie di insetti protetti” fra PNM-MATTM e CUFAA, registrata in data 06/10/2017.

ISBN 978-88-98768-89-9

© Copyright 2018 Comando Unità Forestali, Ambientali e Agroalimentari Carabinieri & Ministero dell’Ambiente e della Tutela del Territorio e del Mare. Il copyright delle foto è di proprietà degli autori.

Quaderni Conservazione Habitat8-2018

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SOMMARIOINTRODUZIONE

InNat: una Rete per gli insetti ...............................................................................................................................................................La Direttiva Habitat e la Rete Natura 2000 .......................................................................................................................................Citizen Science ..........................................................................................................................................................................................I 30 insetti ricercati ..................................................................................................................................................................................

SCHEDE DI RICONOSCIMENTO

LibelluleCoenagrium mercuriale .........................................................................................................................................................................Cordulegaster trinacriae ........................................................................................................................................................................Gomphus flavipes .....................................................................................................................................................................................Ophiogomphus cecilia .............................................................................................................................................................................Leucorrhinia pectoralis...........................................................................................................................................................................Oxygastra curtisii ......................................................................................................................................................................................Sympecma paedisca ................................................................................................................................................................................

Grilli e CavalletteBrachytrupes megacephalus ................................................................................................................................................................Saga pedo ...................................................................................................................................................................................................

ColeotteriCerambyx cerdo ........................................................................................................................................................................................Lucanus cervus .........................................................................................................................................................................................Morimus asper/funereus ......................................................................................................................................................................Osmoderma eremita s.l. .........................................................................................................................................................................Rosalia alpina ............................................................................................................................................................................................

Farfalle e FaleneArgynnis elisa ............................................................................................................................................................................................Coenonympha oedippus .........................................................................................................................................................................Euphydryas aurinia ..................................................................................................................................................................................Euphydryas maturna ...............................................................................................................................................................................Euplagia quadripunctaria ......................................................................................................................................................................Lopinga achine ..........................................................................................................................................................................................Lycaena dispar ..........................................................................................................................................................................................Melanargia arge ........................................................................................................................................................................................Papilio alexanor ........................................................................................................................................................................................Papilio hospiton ........................................................................................................................................................................................Parnassius apollo .....................................................................................................................................................................................Parnassius mnemosyne .........................................................................................................................................................................Phengaris arion ........................................................................................................................................................................................Phengaris teleius .....................................................................................................................................................................................Proserpinus proserpina .........................................................................................................................................................................Zerynthia polyxena/cassandra ............................................................................................................................................................

MONITORAGGI

Il monitoraggio ..........................................................................................................................................................................................Metodo di monitoraggio di Lucanus cervus .....................................................................................................................................Metodo di monitoraggio di Osmoderma eremita s.l. .....................................................................................................................Metodo di monitoraggio di Cerambyx cerdo ....................................................................................................................................Metodo di monitoraggio di Rosalia alpina ........................................................................................................................................Metodo di monitoraggio di Morimus asper/funereus ..................................................................................................................

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Il progetto InNat ha lo scopo di promuovere la conoscenza della Rete Natura 2000 e delle specie di insetti incluse nella Direttiva Habitat, attraverso atti-vità di divulgazione e utilizzando la Citizen Science. Inoltre, per aumentare il numero di monitoraggi degli insetti di interesse comunitario, il progetto prevede lo sviluppo di specifici moduli formativi rivolti ai ge-stori dei siti della Rete Natura 2000.

Il progetto è finanziato dal Ministero dell’Ambien-te e della Tutela del Territorio e del Mare (MATTM) e coordinato dal Centro Nazionale Biodiversità “Bosco Fontana” Carabinieri (CNBF), il centro di eccellenza dell’Arma dei Carabinieri specializzato nella tassono-mia, sistematica, ecologia e monitoraggio degli inver-tebrati terrestri. Al CNBF sono associati, in qualità di partner, il Consiglio per la Ricerca in Agricoltura e l’Analisi dell’Economia Agraria - Centro di ricerca Di-fesa e Certificazione di Firenze e l’Istituto Superiore per la Protezione e la Ricerca Ambientale - Sistema nazionale per la protezione dell’ambiente.

Gli obiettivi principali del progetto InNat sono spiegati nei paragrafi seguenti.

Divulgazione

La promozione della conoscenza della Rete Natu-ra 2000, delle specie di insetti protetti e del Network Nazionale della Biodiversità (NNB) del MATTM viene attuata attraverso l’organizzazione di lezioni, semi-nari ed eventi rivolti ad un pubblico diversificato.

Nel progetto sono coinvolte scuole primarie, se-condarie di I grado e secondarie di II grado, distribui-te su tutto il territorio nazionale. In classe, o all’inter-no di siti Natura 2000, gli alunni possono partecipare a lezioni interattive e attività sperimentali incentrate sulle tematiche del progetto. Sono inoltre previsti se-minari divulgativi per il grande pubblico che hanno il fine di sensibilizzare e coinvolgere i cittadini a parte-cipare alle attività di Citizen Science.

Citizen Science

Attraverso la Citizen Science i cittadini sono coin-volti attivamente per la raccolta di dati di presenza, su tutto il territorio nazionale, di 30 specie di insetti di interesse comunitario. In particolare, utilizzando

il portale e l’app, i cittadini possono raccogliere dati di presenza relativi a 7 specie di libellule, 2 specie di ortotteri, 5 specie di coleotteri, 14 specie di farfalle diurne e 2 specie di farfalle notturne.

Grazie alla Citizen Science sarà possibile raggiun-gere una conoscenza più accurata della distribuzione delle specie di insetti protette in Italia. I dati raccolti saranno resi pubblici attraverso la condivisione nel Network Nazionale Biodiversità.

Monitoraggio

Nell’ambito del progetto vengono eseguiti moduli formativi per il monitoraggio di 5 specie protette di coleotteri saproxilici (associati alla presenza di legno morto e alberi senescenti), rivolti al personale dell’Ar-ma dei Carabinieri, che ha in gestione le Riserve Sta-tali, e al personale di altri enti gestori di siti Natura 2000. L’attività è realizzata anche a supporto di Regio-ni e Province Autonome. Inoltre, per le specie oggetto della formazione, sarà coordinata una campagna na-zionale di monitoraggio, in collaborazione con ISPRA.

I dati raccolti contribuiranno a definire lo stato di conservazione delle specie target.

InNat: una Rete per gli insetti

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Specie in pericolo Corrono il rischio di estinguersi a breve o medio termine se non vengono attuati interventi mirati a neutralizzare i fattori che ne compromettono la conservazione.

Specie vulnerabili Possono diventare in pericolo se persistono i fattori che ne compromettono la conservazione.

Specie rare Presentano popolazioni di piccole dimensioni, confinate in aree geografiche ristrette o molto distanti fra loro.

Specie endemiche Presentano popolazioni con una distribuzione limitata a determinate aree.

Specie prioritarie Specie in pericolo, il cui areale ricadente nel territorio degli Stati membri è tale da rendere la loro conservazione di particolare responsabilità per la Comunità.

La tutela della natura in Europa

L’Europa, grazie alla presenza di nove regioni bio-geografiche su cui si distribuiscono oltre sessanta macrotipologie di ecosistemi, possiede un patrimo-nio naturale di grande valore. L’impegno dell’Unione Europea nel campo della conservazione della natura è stato formalizzato con l’adozione della Direttiva Uc-celli (2009/147/CE versione codificata della Direttiva 79/409/CEE) e della Direttiva Habitat (92/43/CEE) da parte degli Stati membri. Mentre la Direttiva Uccelli è incentrata sulla conservazione degli uccelli selva-tici e dei loro habitat, lo scopo della Direttiva Habitat è più ampio ed è quello di contribuire a salvaguar-dare la biodiversità mediante la conservazione degli habitat naturali, della flora e della fauna selvatiche. Entrambe le Direttive prevedono l’individuazione di aree protette: Zone di Protezione Speciale (ZPS), nel caso della Direttiva Uccelli, e Siti di Interesse Comu-nitario (SIC), nel caso della Direttiva Habitat. La Rete Natura 2000 riunisce insieme queste aree, assicuran-do la salvaguardia e quindi la sopravvivenza di specie e habitat di elevato valore naturalistico. Natura 2000 rappresenta la più grande rete ecologica esistente: le sue aree occupano complessivamente il 18% della superficie terrestre europea e il 6% di quella marina, contribuendo a proteggere circa 1500 specie anima-li e vegetali e più di 200 tipi di habitat. L’unicità di questa rete è dovuta anche al fatto che non si limita alle riserve naturali: si basa su un principio molto più ampio di conservazione che incoraggia la coesisten-za fra fauna, flora e sviluppo economico, unendo la tutela della natura all’uso sostenibile del territorio. Inoltre, permette di uniformare le politiche di gestio-

ne della natura degli Stati membri dell’Unione Eu-ropea e stabilire misure di conservazione condivise.

Struttura della Direttiva Habitat

La Direttiva Habitat è suddivisa in 24 articoli e 6 allegati che regolano le modalità di individuazione, di istituzione, di gestione e mantenimento di aree in cui gli habitat e le specie animali e vegetali selvatiche elencati negli allegati devono essere mantenuti “in uno stato di conservazione soddisfacente” (art. 1).

L’istituzione delle aree protette inizia con la de-signazione dei SIC, in cui sono presenti habitat na-turali e seminaturali elencati nell’allegato I o specie nell’allegato II, o che possono contribuire in modo significativo alla coerenza della Rete Natura 2000 e/o al mantenimento della diversità biologica nelle regioni biogeografiche (art. 1-3). I SIC vengono suc-cessivamente designati come Zone Speciali di Con-servazione (ZSC), per le quali devono essere stabilite le misure di conservazione necessarie. Per tali aree può essere prevista la redazione di piani di gestione (art. 6), mentre rientrano fra gli obblighi il monito-raggio dello stato di conservazione (art. 11) e l’invio all’Unione Europea, ogni sei anni, di un report sul-lo stato di attuazione della direttiva, e sullo stato di conservazione delle specie e habitat elencati negli allegati (art. 17). La ricerca scientifica ha un ruolo importante per l’implementazione della Direttiva Ha-bitat e viene esplicitamente promossa (art. 18).

Le specie di interesse comunitario

La Direttiva Habitat ela Rete Natura 2000

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Breve storia della Citizen Science

Negli ultimi decenni, la crescente divulgazione da parte degli scienziati delle proprie ricerche ed il progresso tecnologico nella trasmissione delle in-formazioni hanno contribuito a colmare il divario fra “scienziati” e pubblico. Questi fattori hanno permesso lo sviluppo della “scienza partecipata”, fondata sul coinvolgimento del pubblico nella ricerca.

La partecipazione dei cittadini alla ricerca scien-tifica è oggi considerata uno strumento chiave per il progresso delle scienze e questo percorso ha porta-to al proliferare di progetti di Citizen Science (CS) o “scienza dei cittadini”. La partecipazione di appassio-nati alla ricerca ha una lunga tradizione: i primi studi ornitologici svolti in Europa con il supporto di volon-tari risalgono infatti al XVIII secolo.

Oggi, grazie ai nuovi strumenti tecnologici che fa-cilitano la comunicazione e l’interscambio di dati, la CS si sta affermando come un approccio che amplia le possibilità di ricerca. In un progetto di CS i cittadi-ni prendono quindi parte ad una ricerca in modo vo-lontario mettendo le loro capacità al servizio di varie discipline. Il contributo che possono fornire è molte-plice e diversificato: possono condividere le proprie osservazioni di specie animali o vegetali, trasporta-re sensori in grado di rilevare parametri ambientali, effettuare monitoraggi con l’uso di trappole oppure partecipare ad iniziative quali i “bioblitz”, che per-mettono di redigere check-list delle specie presenti in una determinata area.

Motivazioni e potenzialità

Le motivazioni che inducono i cittadini a parte-cipare sono diverse: scientifica, educativa, sociale o anche solamente ricreativa. I risultati possono essere apprezzati a vari livelli: da una parte vi è la costruzione di un ponte tra il mondo accademico ed il pubblico, in cui entrambi gli “attori” si avvicinano ad un punto di incontro basato su linguaggio, finali-tà e metodologie condivise, e dall’altra l’aiuto di un gran numero di volontari permette di ottenere gran-di quantità di dati. Infatti per lo studio di alcuni fe-nomeni ecologici, come ad esempio la distribuzione geografica delle specie o l’abbondanza delle popo-lazioni, è necessaria un’enorme mole di dati che ri-chiede un esteso sforzo di campionamento. Il nume-ro di dati che si possono ottenere tramite il supporto di volontari supera di gran lunga la capacità di lavo-ro di pochi ricercatori, permettendo così di ottenere risultati ad una più ampia scala spaziale, in un lasso temporale più ristretto.

Citizen Science

ScientificoIncrementare la mole di dati raccolti grazie alla partecipazione di un maggior numero di persone che contribuiscono allo studio scientifico. La modalità di raccolta e la quantità dei dati ne influenzano l’utilizzo ai fini scientifici.

Educativo Aumentare le competenze su determinate tematiche ed apprendere come queste vengono studiate. Far conoscere habitat e specie grazie ad un approccio partecipativo.

SocialeAvvicinare la società a scienza e natura. Facilitare la condivisione di conoscenze ed interessi con altri, creare gruppi e stabilire connessioni. Far sì che le persone diventino consapevoli dei fattori che mettono a rischio la conservazione di specie e habitat.

Politico Fornire dati per far emergere problematiche ambientali e diventare promotori di un cambiamento.

Il valore aggiunto della Citizen Science

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InNat è un progetto di Citizen Science, che coinvol-ge il pubblico nella raccolta di dati faunistici di 30 spe-cie di insetti di interesse comunitario, presenti negli allegati II e IV della Direttiva Habitat. I 30 insetti ricer-cati appartengono a gruppi molto conosciuti: libellule (Odonata), grilli e cavallette (Orthoptera), coleotteri (Coleoptera), farfalle e falene (Lepidoptera). La colla-borazione attiva da parte dei cittadini al progetto, at-traverso l’uso dell’app e del portale del progetto www.innat.it per l’invio delle segnalazioni, è la chiave per ottenere dati aggiornati sulla presenza e sulla distri-buzione di queste specie su tutto il territorio nazionale.

Partecipare è molto semplice

Ogni volta che osservi uno dei “30 insetti ricercati” scatta loro una foto, rileva le coordinate geografiche e inviaci la segnalazione tramite il portale www.innat.it. In alternativa, scarica l’app InNat, disponibile su Google Play e App Store. Scatta una foto dell’insetto con il tuo cellulare, che sarà automaticamente geo-referenziata, e inviala con pochi semplici passaggi. La tua segnalazione sarà validata da un esperto e, se corretta, entrerà a far parte del database e sarà visibile sul portale InNat. I dati raccolti entreranno anche nella banca dati nazionale della biodiversità (http://www.nnb.isprambiente.it).

Le schede di riconoscimento di ogni specie ripor-tate nelle pagine seguenti (disponibili sul sito web e sull’App) costituiscono un rapido strumento per tutti coloro che vogliano partecipare e segnalare una del-le specie di InNat. Ogni scheda riporta informazioni dettagliate sull’identificazione (corredata di foto), sull’ecologia, sulla biologia e sulla distribuzione in Italia della singola specie.

Suggerimenti per i “citizen scientist”

Realizzare una fotografia che permetta una cor-retta identificazione della specie da parte dei valida-tori richiede particolari attenzioni. È buona norma riprendere sempre l’insetto per intero, includendo entrambe le ali o le elitre nell’immagine, così come le antenne, che spesso presentano caratteri distin-tivi. Sarebbe meglio ottenere immagini ravvicinate dall’alto e a fuoco. È importante tenere presente che le diverse specie hanno distanze di fuga differenti, si consiglia perciò di avvicinarsi al soggetto lentamen-te, senza fare movimenti bruschi. Libellule e farfalle sono insetti spesso in volo, per questo può risultare difficile scattare delle buone fotografie con il cellula-re: in questi casi l’uso della macchina fotografica digi-tale è preferibile. Per la corretta identificazione delle farfalle è necessario che sia ben visibile il pattern alare (e se possibile complanare al piano dell’obietti-vo), in generale il disegno della pagina superiore, ma in alcuni casi (cfr. schede di riconoscimento) sono im-portanti il disegno della pagina inferiore e le antenne. Perciò, per garantire che un esemplare possa essere identificato correttamente, si consiglia di scattare più foto. Per informazioni sugli habitat frequentati dalle diverse specie e per i periodi e gli orari in cui vi sono maggiori possibilità di incontrarle si faccia riferimen-to alle singole schede di riconoscimento.

I 30 insetti ricercati

© K-Studio

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Schede di riconoscimento

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IdentIfIcazIone

Specie di piccola taglia (lunghezza totale di 27-31 mm, lunghez-za dell’addome di 19-27 mm) e sottile. I maschi, più facilmente identificabili, sono azzurri con disegni a fasce nere. In Italia è pre-sente la sottospecie C. m. castellanii, assente solo in Sardegna e nelle regioni nord-orientali. Uno dei caratteri che permette la sua determinazione è il disegno sul secondo segmento addominale (vedi disegno a lato). C. mercuriale si distingue da C. scitulum e C. caerulescens, per il breve pterostigma (celletta al margine dell’a-la, caratteristicamente scura) romboidale, nerastro con un bordo più chiaro, e per il fatto che il disegno nero del penultimo segmen-to addominale copre più di metà del segmento stesso.

BIologIa ed ecologIa

La specie è presente quasi esclusivamente presso corpi idrici di piccole dimensioni con acque correnti, come fontanili, torrenti, ru-scelli e rigagnoli, con una ricca vegetazione acquatica. Si rinviene principalmente in zone collinari, tra 50 e 800 m di quota. Spesso le popolazioni sono presenti in una piccola parte del corso d’acqua, dove le condizioni ambientali sono più favorevoli. Il periodo di volo si estende normalmente da aprile fino a luglio/agosto. Le larve vivono tra la vegetazione acquatica ed il loro sviluppo richiede 1 anno. Dopo lo sfarfallamento gli adulti maturano vicino all’habitat larvale. Durante il periodo riproduttivo i maschi cercano le femmi-ne tra la vegetazione emergente, dove si possono osservare con più facilità.

Coenagrion mercuriale (Charpentier, 1840) Azzurrina di Mercurio (Odonata, Coenagrionidae)

Disegno tipico di C. m. castellani sul secondo e terzo segmento.

Il penultimo segmento è coperto per più della metà da un disegno nero.

© S. Hardersen © S. Hardersen

© S

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Maschio adulto di Coenagrion mercuriale e particolare del penultimo segmento addominale

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IdentIfIcazIone

Specie grossa e robusta (lunghezza totale di 73-79 mm, lunghez-za dell’addome di 55-63 mm). Come tutte le specie del genere Cordulegaster, gli adulti sono neri con disegni gialli e gli occhi si toccano in un solo punto. In C. trinacriae il capo è giallo e nero con occhi verdi e l’addome presenta disegni ridotti. Un altro carattere tipico è la forma delle appendici addominali: quelle superiori sono lunghe, sottili e sinuose, mentre l’appendice inferiore è profon-damente intagliata a forma di V (angolo 70°-130°). La specie può essere confusa con le specie congeneri presenti in Italia, dalle quali può essere distinta per le caratteristiche delle appendici addominali: in C. bidentata le appendici superiori portano due denti ventrali, mentre in C. trinacriae ne è presente solo uno. In C. boltonii invece le appendici superiori sono corte e dritte, e la forma dell’appendice inferiore è dritta o al massimo leggermente intagliata. Un altro carattere tipico per C. trinacriae è l’assenza di anelli gialli nei segmenti addominali 7 e 8, a differenza di C. bolto-nii, in cui invece sono presenti.

BIologIa ed ecologIa

La specie si rinviene dal piano basale fino a circa 1500 m di quota, principalmente presso ruscelli e piccoli fiumi con fondo sabbioso, in aree forestali, ma anche in ambienti maggiormente aperti con vegetazione arborea lungo le sponde.

Cordulegaster trinacriae Waterstone, 1976Guardaruscello meridionale (Odonata, Coenagrionidae)

appendici superiori: lunghe, sottili e sinuose

Ultimo segmento addominale con appendici

appendice inferiore: profondamente intagliata

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Maschio adulto di Cordulegaster trinacriae

© F. Mastropasqua

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IdentIfIcazIone

Specie di grossa taglia (lunghezza totale di 50-55 mm, lunghezza dell’addome di 37-42 mm). Come in tutti i gonfidi, gli occhi sono distintamente separati tra loro: il loro colore è verde nelle femmine e azzurro nei maschi. Il corpo è nero e giallo. Si distingue da altre specie simili per diverse caratteristiche, tra cui: il colore delle zam-pe, che si presenta più giallo; il disegno dei segmenti addominali 3-9, che portano delle strisce gialle che si restringono posterior-mente; il torace, i cui lati gialli presentano un disegno tipico con strisce nere sottili. È possibile confondere questa specie con altri gonfidi, ma la combinazione delle caratteristiche sopra descritte si applica esclusivamente a G. flavipes.

BIologIa ed ecologIa

La specie è presente lungo il corso dei fiumi di grandi e medie di-mensioni esclusivamente nella Pianura Padana, e presso i cana-li irrigui della Lombardia e del Piemonte. Sono note popolazioni lungo molti fiumi, come il Po, i suoi affluenti e l’Adige. Raramente è segnalata sopra i 250 m di quota. Il periodo di volo si estende da giugno a fine agosto. Le larve vivono nel fondale sabbioso dei fiumi ed il loro sviluppo richiede 2-4 anni. Per lo sfarfallamento le larve escono dall’acqua e tipicamente completano la metamorfosi sulla sabbia, dove abbandonano i resti dell’esoscheletro larvale (esu-vie). Le esuvie permettono una determinazione certa della specie e spesso sono più facili da trovare rispetto agli adulti, che sono schivi e che sovente si posano in alto sulle foglie di alberi ed arbusti.

Gomphus flavipes (Charpentier, 1825) Gonfo zampegialle (Odonata, Gomphidae)

© S

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© S. Hardersen © S. Hardersen

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Visione laterale del torace di Gomphus flavipes

Sfarfallamento di Gomphus flavipes e maschio adulto

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IdentIfIcazIone

Specie di grossa taglia (lunghezza totale di 50-60 mm, lunghezza dell’addome di 37-42 mm). Come in tutti i gonfidi, gli occhi sono di-stintamente separati tra loro. Capo, torace e primi segmenti addo-minali sono di colore verde e nero, mentre il resto dell’addome è giallo e nero. Il maschio presenta appendici addominali parallele, di colore giallo. Può essere confusa con le altre specie del genere Gomphus, da cui può essere però distinta grazie alle dimensioni maggiori, e alla combinazione di colori. Un altro carattere tipi-co sono le appendici addominali, piccole e di colore giallo (e non nero).

BIologIa ed ecologIa

La specie si rinviene fino a circa 200 m di quota, presso fiumi e ca-nali con fondo sabbioso, principalmente nella Pianura Padana. Lo sviluppo delle larve richiede 3 anni. Gli adulti sfarfallano tra fine maggio e metà settembre e abbandonano i resti dell’esoscheletro larvale, le esuvie. Queste esuvie permettono una determinazione certa della specie e spesso sono più facili da trovare rispetto agli adulti, che sono abbastanza difficili da avvicinare, e che, se distur-bati, si allontanano per posarsi a molte decine di metri di distan-za, sulla cima degli alberi. Sono abili volatori e talvolta possono essere osservati anche lontano dagli habitat riproduttivi.

Ophiogomphus cecilia (Fourcroy, 1785)Gonfo serpentino (Odonata, Gomphidae)

© F. Leandri

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Maschio adulto di Ophiogomphus cecilia

Esuvia di Ophiogomphus cecilia

© S. Hardersen

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IdentIfIcazIone

Specie di media taglia (lunghezza totale di 32-39 mm, lunghez-za dell’addome di 23-27 mm). Nei maschi maturi la colorazione dell’addome è rossa e nera, mentre nei maschi immaturi e nelle femmine è gialla e nera. Il capo presenta la faccia e la fronte bian-castre, il torace è nero con macchie giallastre o rossastre. I maschi si trovano spesso fermi sulla parte emergente della vegetazione sommersa, in attesa del passaggio delle femmine per l’accoppia-mento. Può essere confusa con L. dubia da cui può essere distinta per una serie più larga di macchie sui segmenti addominali. Nei maschi queste macchie si scuriscono mentre l’adulto matura; solo la macchia sul settimo segmento resta chiara e molto evidente.

BIologIa ed ecologIa

La specie si rinviene fino a circa 1000 m di quota, principalmente in ambienti acidi con una ricca vegetazione acquatica come torbiere, laghetti e stagni, da cui si allontana poco. Tollera solo una mode-sta presenza di ittiofauna. L’adulto è in volo da maggio a luglio. In Italia la specie è attualmente nota in pochi siti in Trentino-Alto Adige, mentre sembra estinta in Lombardia e Friuli-Venezia Giulia. Lo sviluppo larvale dura generalmente due anni.

Maschio adulto di Leucorrhinia pectoralis

Leucorrhinia pectoralis (Charpentier, 1825)Frontebianca maggiore (Odonata, Libellulidae)

Maschio Femmina

serie di macchie dorsali gialle

© G. Liljeberg

macchia giallastra sul 7° segmento addominale

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© F. Leandri

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IdentIfIcazIone

Specie di taglia medio grande (lunghezza totale di 47-54 mm, lun-ghezza dell’addome di 33-39 mm). La colorazione dominante è verde metallica: il torace e l’addome presentano una colorazione variabile tra il marrone e il verde smeraldo. Sono presenti mac-chie giallastre sul capo e sul torace, e peculiari macchie gialle dor-sali sull’addome. Quest’ultimo è molto stretto alla base e si allarga progressivamente fino all’estremità. Le ali posteriori presentano due caratteristiche venature oblique. Le femmine, di dimensioni leggermente minori dei maschi, presentano ali di tonalità gialla-stra, soprattutto nella porzione basale. I maschi sono riconoscibili anche per la postura in volo, con l’addome verso l’alto. È possibi-le confondere questa specie con altri Corduliidae, in particolare con Somatochlora metallica, con cui spesso condivide lo stesso ambiente, ma dalla quale può essere facilmente distinta grazie al colore verde brillante degli occhi e alle macchie gialle dorsali.

BIologIa ed ecologIa

La specie si rinviene normalmente fino a circa 500 m di quota, raramente fino a 1000 m, principalmente in ambienti di acqua cor-rente ricchi di vegetazione ripariale, in particolare con presenza di ontano nero (Alnus glutinosa), poiché le sue radici sommerse spesso forniscono un habitat idoneo per le larve. Più raramente può essere osservata lungo le sponde di bacini lacustri. Le uova vengono tipicamente deposte in acque correnti, con fondale limo-so o fangoso. Lo sviluppo delle larve richiede 2-3 anni. L’adulto è in volo da fine maggio fino alla fine di agosto.

Oxygastra curtisii (Dale, 1834)Smeralda di fiume (Odonata, Corduliidae)

Maschio adulto di Oxygastra curtisii

© F. Leandri

Maschio Femmina

© Lucas WJ

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IdentIfIcazIone

Specie, nota anche come S. braueri, di piccola taglia (lunghezza totale di 36-39 mm, lunghezza dell’addome di 25-29 mm). Maschi e femmine sono simili, con colorazione del corpo marrone chiaro. L’addome presenta macchie dorsali bronzee tipicamente allunga-te nella porzione dorsale dei segmenti 3-6. Molto simile a Sym-pecma fusca, dalla quale si distingue per il margine laterale del-la porzione dorsale scura del torace, caratterizzato da una netta protuberanza subrettangolare sul bordo inferiore (vedi foto). Un altro carattere utile per distinguere le due specie è la lunghezza delle appendici addominali dei maschi: in S. paedisca le appendici inferiori sono nettamente più corte.

BIologIa ed ecologIa

La specie si rinviene generalmente a bassa quota, nelle fasce di in-terramento di laghi e stagni e in ambiente di brughiera e di risaia, con segnalazioni fino circa 1000 m di quota. Attualmente la specie è nota in Piemonte e in due siti lombardi. Sympecma paedisca ha la caratteristica di trascorrere l’inverno allo stadio adulto, riprodu-cendosi in primavera. Lo svernamento sembra avvenire prevalen-temente in praterie, brughiere o boschi, all’interno di cespi secchi di Molinia caerulea o di cespugli di Calluna vulgaris, ma anche su Rubus fruticosus, Betula spp. e Quercus robur. Lo sviluppo larvale si completa in pochi mesi e l’adulto è in volo durante tutto l’anno, ad esclusione del mese di giugno.

Femmina adulta di Sympecma paedisca

Sympecma paedisca (Brauer 1877)Invernina delle brughiere (Odonata, Lestidae)

Protuberanza sub-rettangolare

© S. Hardersen

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© S. Hardersen

Particolare del torace

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IdentIfIcazIone

Brachytrupes megacephalus è un grillo inconfondibile, per la sua grossa taglia (31-38 mm per i maschi, 33-40 mm per le femmine) e per il caratteristico capo più largo della larghezza del torace. Il colore del corpo è tendente al giallastro con macchie brune, e le ali sono brunastre. I cerci sono molto lunghi e nelle femmine l’ovopositore è relativamente corto (3-4 mm).

BIologIa ed ecologIa

Vive nella fascia retrodunale costiera della Sardegna Meridionale, Isole Eolie, Linosa e Sicilia (qui presente anche in zone più interne), dove scava tane in terreni sabbiosi. Durante il periodo primaverile, all’imbrunire il maschio emette potenti canti in prossimità dell’en-trata della tana, per richiamare le femmine all’accoppiamento. Il foro d’entrata è caratteristico e nei maschi possiede un piccolo slargo che serve ad amplificare il suono prodotto. Dopo l’accoppia-mento la femmina è segregata in un ramo secondario del tunnel principale della tana del maschio per l’ovideposizione. All’imbocco del tunnel si trovano anche dei caratteristici coni di sabbia, alti fino a 15 cm, che il maschio produce nella sua attività di scavo, utili per l’individuazione indiretta della specie. Dopo l’ovideposizione, le femmine abbandonano la tana scavando una nuova galleria. Al termine della stagione riproduttiva, gli adulti muoiono mentre i giovani compaiono verso giugno. Complessivamente, il ciclo biolo-gico di questa specie dura un anno.

Brachytrupes megacephalus (Lefèvre, 1827) (Orthoptera, Gryllidae)

Individui adulti di Brachytrupes megacephalus

© M. Romano

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IdentIfIcazIone

Saga pedo, con i suoi 100-120 mm di lunghezza (ovopositore com-preso) è il più grande ortottero europeo. La specie è caratterizzata da zampe anteriori e mediane di tipo raptatorio, munite di doppia fila di denti su tibia e femore, e da una livrea del corpo general-mente verde (alcuni esemplari possono essere di colore bruno) con linea longitudinale bianca o giallastra che corre dal torace all’estremità posteriore dell’addome. Le femmine sono prive di ali e possiedono un robusto e lungo (31-41 mm) ovopositore, legger-mente incurvato verso l’alto. Il maschio è estremamente raro (un unico esemplare trovato in Svizzera) e possiede ali molto ridotte, che non consentono il volo.

BIologIa ed ecologIa

Specie partenogenetica: le uova, deposte dalla femmina nel ter-reno, non necessitano infatti di fecondazione da parte dei maschi per potersi sviluppare. Il ciclo biologico è caratterizzato da un lun-go periodo di permanenza delle uova nel terreno prima della loro schiusa (da 3 a 5 anni) e dal passaggio da almeno 6 stadi giovanili prima del completo sviluppo dell’adulto, che si può osservare già da giugno. Saga pedo è una specie elusiva, esclusivamente zoo-faga e predatrice (in particolare di altri ortotteroidei). È una spe-cie xerotermofila (generalmente si rinviene in ambienti aperti, su vegetazione erbacea e cespugliosa), presente in quasi tutta Italia (Sardegna compresa) fino alle quote medie (950 m di altitudine in Italia). Nelle regioni settentrionali, Saga pedo, è considerato un elemento caratteristico delle oasi xerotermiche.

Saga pedo (Pallas, 1771)Cavalletta stregona dentellata (Orthoptera, Tettigoniidae)

© F. Tomasinelli

Ovopositore

© C. Utzeri

Femmine adulte di Saga pedo

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IdentIfIcazIone

Coleottero di grandi dimensioni (24-53 mm). Il colore è generalmen-te nero, mentre l’apice delle elitre è rossastro. Il pronoto è lucido, con peluria poco evidente, mentre l’addome è completamente gla-bro. Le antenne, nodose fino al quinto segmento, nei maschi supe-rano la lunghezza del corpo, mentre nelle femmine la pareggiano. Cerambyx cerdo si distingue facilmente dalle altre specie del ge-nere Cerambyx, le quali non possiedono la spina suturale all’apice delle elitre. L’unica eccezione è C. welensii, con cui convive in alcune aree. C. cerdo si distingue per le elitre pressoché glabre, dagli apici di colore rossastro, ristretti e troncati, mentre in C. welensii le elitre sono ricoperte da setole, di colore omogeneo, con margini sub-pa-ralleli e apici arrotondati. Inoltre nei maschi di C. cerdo le antenne sono molto più lunghe della lunghezza del corpo, mentre in quelli di C. welensii le antenne superano il corpo di soli tre articoli.

BIologIa ed ecologIa

La specie si rinviene principalmente in boschi maturi di latifoglie con presenza di grosse querce, ma anche in ambienti rurali e par-chi urbani, dalla pianura fino a quote collinari. La femmina depone le uova nelle cortecce di querce senescenti ancora vitali, esposte al sole, ma occasionalmente può colonizzare anche altre specie decidue. Le larve si sviluppano in 3-5 anni all’interno del tronco o di grandi branche, nutrendosi di legno e scavando profonde gal-lerie; mentre gli adulti si nutrono di linfa e frutti maturi. Gli adulti emergono fra fine maggio e fine agosto, vivono fino a due mesi e hanno abitudini prevalentemente notturne.

Cerambyx cerdo Linnaeus, 1758Cerambice della quercia (Coleoptera, Cerambycidae)

Gallerie larvali e maschio adulto di Cerambyx cerdo

Principali differenze morfologiche tra Cerambyx cerdo e C. welensii (Foto P. Rapuzzi)

Cerambyx cerdo

elitre tronche apice ristretto e rossastro

Cerambyx welensii

antenne nei maschi più lunghe del corpo di tre articoli elitre

arrotondate

margini elitralisubparalleli

antenne nei maschi molto più lunghe del corpo

© M. Bardiani © P. Niolu

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IdentIfIcazIone

È il più grande coleottero europeo: i maschi possono infatti mi-surare fino a 89 mm. Il colore di fondo degli esemplari varia dal bruno-rossiccio al nero. I maschi, a differenza delle femmine, sono caratterizzati da mandibole molto sviluppate che ricordano le cor-na di un cervo. Lucanus cervus può essere talvolta confuso con L. tetraodon, specie di dimensioni minori e presente nelle regio-ni meridionali (con isolate segnalazioni in Lombardia, Liguria ed Emilia-Romagna); le due specie possono convivere nelle regioni centrali, dove possono trovarsi individui di difficile identificazione. Dorcus parallelipipedus (Coleottero Lucanidae) e le femmine di Oryctes nasicornis (Coleottero Dynastidae), sono altre due specie con le quali è possibile confondere le femmine di L. cervus.

BIologIa ed ecologIa

Si rinviene principalmente in boschi maturi di latifoglie (preferen-zialmente querceti), ma anche in ambienti urbani (es. parchi citta-dini), dalla pianura fino a 800-1100 m di quota. La femmina depone le uova nel legno morto a terra (es. vecchi tronchi o grandi rami marcescenti, ceppaie). La larva si nutre di legno morto, ed il suo sviluppo richiede circa 3-5 anni. Gli adulti, che sopravvivono dalle 3 alle 4 settimane, sono osservabili da maggio a settembre, con un picco di attività tra giugno e luglio. I maschi sono generalmente più attivi al crepuscolo, quando compiono caratteristici voli (asse del corpo quasi verticale, volo lento e rumoroso, e frequenti variazioni dell’altezza di volo). Le femmine volano più raramente ed è facile osservarle, anche in orario diurno, mentre camminano al suolo.

Lucanus cervus (Linnaeus, 1758)Cervo volante (Coleoptera, Lucanidae)

1 2 34

(5)1 2 3

45 6

Variabilità morfologica della specie (foto di M. Zilioli)

Principali differenze morfologiche tra Lucanus cervus e L. tetraodon

L. cervus: 4-5 lamelle antennali (maschi e femmine), dente mediano (freccia rossa) posizionato oltre la metà della mandibola (maschi).

L. tetraodon: 6 lamelle antennali (maschi e femmi-ne), dente mediano (freccia grigia) posizionato nella metà della mandibola più vicina al capo (maschi).

Maschi(30–89 mm)

Femmine(25–49 mm)

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© F. Lemma © S. Chiari

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IdentIfIcazIone

Morimus funereus è una specie di grandi dimensioni e robusta (lunghezza totale: 16-38 mm), con corpo ovale. Le elitre hanno un aspetto granuloso e presentano ognuna due macchie nere. È incluso nell’allegato II della Direttiva Habitat, ma recenti studi hanno evidenziato che questo coleottero rappresenta una sotto-specie di M. asper. Per questo motivo sono qui considerate tutte le forme di M. asper, che mostrano una notevole variabilità cro-matica. La forma M. a. asper ha un colore di fondo più scuro e quasi nero, mentre la forma M. a. funereus è più chiara con mac-chie più evidenti. M. a. funereus è presente esclusivamente nella parte orientale del Friuli-Venezia Giulia (cfr. mappa), mentre la forma nominale è presente nel resto d’Italia. I maschi possiedono antenne molto più lunghe del corpo, mentre nelle femmine rag-giungono circa l’apice delle elitre. La specie può essere confusa con Herophila tristis e Lamia textor ma in queste specie il ter-zo antennomero è più corto del primo o leggermente più lungo, mentre in M. asper è palesemente più lungo.

BIologIa ed ecologIa

Vive in boschi di latifoglie e misti, fino a 1800 m di quota. Le femmi-ne depongo le uova nel legno morto, tipicamente in rami o tronchi recentemente caduti, dove le larve completano il loro sviluppo in 3-4 anni. Gli adulti sfarfallano talvolta già a marzo (basse quote) e sono attivi fino a ottobre. Maschi e femmine, entrambi atteri, sono più attivi la sera. I maschi sono territoriali e “sorvegliano” il legno morto, dove aspettano le femmine.

Morimus asper/funereusMorimo funereo (Coleoptera, Cerambycidae)

© S. Hardersen

I antennomero

II antennomero

III antennomero

© Archivio CNBF

© S

. Har

ders

en

Maschio di M. asper asperMaschio di M. asper funereus

In M. asper il terzo antennomero è palese-mente più lungo del primo

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IdentIfIcazIone

Specie di dimensioni relativamente grandi (24-30 mm), di colore marrone-nerastro, lucido con riflessi metallici. I maschi si distin-guono dalle femmine per la presenza di un solco longitudinale mediano del pronoto maggiormente pronunciato. In Italia sono presenti due specie appartenenti al genere Osmoderma: O. ere-mita s.str. (Italia settentrionale e centrale) e O. cristinae (ende-mica della Sicilia), e una sottospecie: O. eremita italicum (Italia meriodionale). O. eremita s.str. è confondibile con gli altri taxa presenti in Italia, perciò l’identificazione della specie richiede uno specialista; tuttavia le differenze di distribuzione nella penisola possono agevolare l’identificazione. Tutte le tre entità sono pro-tette dalla Direttiva Habitat come O. eremita.

BIologIa ed ecologIa

La specie è legata alla presenza di grandi alberi senescenti con cavità (in foreste mature, filari e parchi). La larva di O. eremita si sviluppa all’interno di diverse specie arboree quali ad esempio querce, castagni, tigli, salici, faggi e alberi da frutto, e si rinviene fino a 1400 m di quota. Il ciclo vitale dura circa 3 anni: la femmina depone da 20 a 80 uova nelle cavità, dove la larva vive nutrendo-si dei detriti legnosi e scavando nel legno. Gli adulti sfarfallano tra giugno e luglio, ed hanno una vita di circa 30 giorni, durante i quali rimangono generalmente nel raggio di qualche centinaio di metri dalla pianta in cui si sono sviluppati. I maschi adulti pro-ducono un feromone, dal caratteristico ed intenso odore di frutta fermentata (simile a pesca o albicocca), per attirare le femmine in cavità idonee alla riproduzione.

Osmoderma eremita s.l. (Scopoli, 1763)Scarabeo eremita (Coleoptera, Scarabaeidae)

© E. Maurizi

© A

. Bal

lerio

© A

. Bal

lerio

20

Individuo adulto di Osmoderma eremita

Differenze morfologiche fra maschi e femmine di Osmoderma eremita

solco mediano

© A

. Bal

leri

o

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IdentIfIcazIone

Coleottero di dimensioni medio-grandi (15-40 mm), facilmente identificabile per la colorazione azzurro cenere di corpo, zampe ed antenne. La testa, il pronoto e le elitre presentano macchie nere, che possono essere contornate di bianco. Le antenne pre-sentano un’alternanza regolare tra segmenti azzurri e neri, que-sti ultimi con evidente pubescenza. Nelle femmine le antenne ar-rivano ad eguagliare la lunghezza del corpo, mentre nei maschi possono anche superarla. Il maschio è simile alla femmina, anche se generalmente di taglia inferiore.

BIologIa ed ecologIa

La specie vive principalmente in faggete mature situate tra 500 e 1500 m di quota, ma può essere presente in foreste miste meso-file, anche in assenza di faggi. Gli adulti generalmente staziona-no su tronchi di piante vetuste con chiari sintomi di deperimento (fruttificazioni fungine, presenza di legno morto sia nel tronco sia nei rami), alberi morti in piedi, sradicati, ceppaie, grossi rami spezzati a terra e cataste di legna, preferibilmente ben esposti al sole. I maschi sfarfallano circa una settimana prima delle femmi-ne e difendono il loro territorio da altri maschi. La femmina depo-ne le uova preferibilmente su faggi maturi o senescenti, anche se occasionalmente può colonizzare altre latifoglie (es. acero, olmo, frassino, castagno e ontano). Durante lo stadio larvale, che dura circa 2-3 anni, gli esemplari si nutrono scavando gallerie nel le-gno e in primavera o inizio estate si impupano, per poi emergere dal tronco come adulti da inizio luglio a fine agosto.

Rosalia alpina (Linnaeus, 1758)Rosalia (Coleoptera, Cerambycidae)

Differenze morfologiche fra maschi e femmine di Rosalia alpina

Esemplari adulti di Rosalia alpina

© S. Hardersen © F. Lemma

© M

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kove

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IdentIfIcazIone

Specie di medie dimensioni, con lunghezza dell’ala anteriore di 22-27 mm. Maschio e femmina sono simili, la femmina di dimen-sioni leggermente maggiori e di colore più chiaro. Dorsalmente la colorazione di fondo è arancione, con ali lievemente spolverate di grigio alla base, e provviste su gran parte della superficie alare di piccole macchie nere diversamente conformate. I margini sono bordati di nero in modo ben definito. Ventralmente le ali anteriori hanno una colorazione di fondo arancione, con macchie nere ed apici verdastri contenenti spazi bianchi; le ali posteriori sono di colore giallastro sfumato di verde, con numerose piccole macchie bianco-argentee. La specie potrebbe essere confusa con specie dello stesso genere, dalle quali si distingue per la combinazione di diversi caratteri: sul lato superiore la colorazione di fondo è arancione in entrambi i sessi; gli elementi scuri del disegno sono poco marcati, e non originano mai linee ondulate continue; sul lato inferiore delle ali posteriori la colorazione di fondo non è mai uni-formemente giallastra o verde, ma variegata, con piccole macchie bianco-argentee e rossicce su fondo giallo-verdastro. A. elisa è presente esclusivamente in Sardegna.

BIologIa ed ecologIa

La specie è tipica di ambienti montani, tra 800 e 1800 m, e vive sul-la vegetazione erbacea di radure all’interno di boschi di latifoglie. La femmina depone le uova su piante del genere Viola, in partico-lare V. corsica, pianta nutrice delle larve. Gli adulti sono in volo da fine giugno agli inizi di agosto.

Argynnis (Fabriciana) elisa Godart, 1823Elisa (Lepidoptera, Nymphalidae)

© M. Doneddu© M. Rowlings

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Individui adulti di Argynnis elisa

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IdentIfIcazIone

Specie di medie dimensioni (la lunghezza dell’ala anteriore è di 17-22 mm), con le femmine generalmente più grandi. Dorsalmen-te, entrambe le ali sono di color bruno, più scuro nei maschi e più chiaro nelle femmine. Ventralmente, la colorazione di fondo è bruno chiaro, con una serie di macchie rotonde nere (ocelli), pu-pillate di bianco e bordate di giallo: nel maschio queste macchie sono presenti solo sulle ali posteriori, mentre nella femmina an-che sulle ali anteriori; in entrambe i sessi, è presente una sottile linea sub marginale argentea su tutte le ali, e una banda bianca-stra postdiscale, più evidente nella femmina.La colorazione di fondo della pagina inferiore delle ali e l’aspetto degli ocelli (contorno giallo) permettono la discriminazione nei con-fronti delle altre specie congeneri (ocelli bordati di arancione). Inol-tre, la specie potrebbe essere confusa con Aphantopus hyperan-thus, da cui si differenzia per le dimensioni inferiori e la presenza della linea marginale argentea e la banda postdiscale biancastra.

BIologIa ed ecologIa

Specie igrofila che si rinviene fino a circa 700 m di quota, eccezio-nalmente fino sopra i 1000 m, in prati umidi con Molinia coerulea, paludi e torbiere; in Italia si rinviene a Nord del Po, in particolare nella parte settentrionale della pianura Padano-Veneta. Le larve si sviluppano su diverse piante nutrici, con preferenza per gra-migna liscia (Molinia caerulea), erba fienarola (Poa palustris, P. pratensis e P. annua), loglio (Lolium spp.) e carici (Carex spp.). Tipicamente, il periodo di volo dell’adulto va da giugno a luglio.

Coenonympha oedippus (Fabricius, 1787)Ninfa delle torbiere (Lepidoptera, Nymphalidae)

Maschio e femmina adulti di Coenonympha oedippus

© F. Beck

Colore di base uniforme su entrambe le ali

Ocello superiore spostato verso la base dell’ala

Ocelli contornati di giallo

Banda postdiscale biancastra

Linea submarginale argentea

© S

. Har

ders

en

Caratteri distintivi della specie

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IdentIfIcazIone

Con Euphydryas aurinia ci si riferisce ad un complesso di taxa comprendente E. aurinia “sensu stricto” (presente principalmente nella fascia prealpina), E. provincialis (presente sugli Appennini settentrionali e centrali) ed E. glaciegenita (presente sull’arco al-pino). I tre taxa, sebbene molto variabili, esibiscono un pattern di base simile: il lato dorsale delle ali è arancione con un complesso reticolo di linee scure longitudinali e trasversali che delimitano tasselli di diverse forme; i tasselli submarginali hanno dei punti neri al centro. Il lato ventrale delle ali presenta gli stessi disegni ma più pallidi. I tre taxa si distinguono grazie ad alcune variazioni nel pattern e per le dimensioni dell’ala anteriore: E. aurinia (17-23 mm) ha aree arancioni più estese, E. provincialis (18-24 mm) ha un reticolo scuro più marcato e colori generalmente più contrastati della precedente mentre in E. glaciegenita (15-20 mm) l’estensio-ne delle aree nere eguaglia quella delle parti arancioni. L’aspetto del taxon è simile a quello di diverse altre specie di Meliteini (e.g., Melitaea cinxia, E. cynthia) e la distinzione può risultare difficile.

BIologIa ed ecologIa

E. aurinia e E. provincialis frequentano prati e radure dal piano collinare fino ai 1500 m di quota, mentre E. glaciegenita frequenta prati montani tra i 1800 ed i 2800 m s.l.m. Le larve, che vivono gregarie in nidi sericei tessuti tra la vegetazione erbacea fino alla penultima età, si nutrono principalmente di Caprifoliaceae, Dipsa-cacee e Gentianaceae. I tre taxa presentano una sola generazione: E. aurinia e E. provincialis sono in volo tra maggio e giugno, E. glaciegenita tra giugno e luglio.

Euphydryas aurinia (Rottemburg, 1775)(Lepidoptera, Nymphalidae)

Larve in fase solitaria

Individui adulti di Euphydryas aurinia

© B. Dupont © G. San Martin

© L. M. Bugallo Sánchez

© Vica

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Larve in fase gregaria

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IdentIfIcazIone

Specie di medie dimensioni, con lunghezza dell’ala anteriore di 19-21 mm. Maschio e femmina sono simili, la femmina di dimen-sioni maggiori. Dorsalmente la colorazione di fondo è bruno nera, su cui si alternano fasce colorate composte da tasselli arancioni e bianchi o giallastri, delimitate da strisce trasversali nere. Ventral-mente la colorazione di fondo è arancione, con alternanza di fasce di colore bianco giallastro. Alla base delle ali posteriori sono pre-senti singole macchie di colore bianco giallastro. La specie potrebbe essere confusa con la congenere E. interme-dia, da cui si distingue, sul lato superiore delle ali, per un maggior contrasto tra le aree chiare e quelle scure e per la presenza di tasselli anche bianchi nell’area discale, mentre, sul lato inferiore, per la presenza di elementi poco scuri e, sull’ala posteriore, per il colore delle fasce in maggior contrasto con il colore arancione di fondo. Inoltre, nella fascia gialla discale, in E. maturna è presente una linea nera ben marcata, che risulta sbiadita o a tratti assente in E. intermedia.

BIologIa ed ecologIa

La specie, tipica di ambienti montani, si trova nelle radure e ai mar-gini di boschi di latifoglie, dal piano collinare fino a circa 1200 m di quota. La femmina depone le uova su frassino comune, su cui inizialmente le larve si sviluppano aggregate in un nido. Succes-sivamente le larve si disperdono, nutrendosi a spese di frassini, pioppi, salici, ed altre piante arbustive ed erbacee. Gli adulti sono in volo da fine maggio a giugno, occasionalmente fino a metà luglio.

Euphydryas maturna (Linnaeus, 1758)Maturna o Melitea del Frassino (Lepidoptera, Nymphalidae)

© Saxifraga-Frits Bink

Individuo adulto di Euphydryas maturna

visione dorsale (© Saxifraga-Frits Bink)

fasce chiare in netto contrasto con quelle arancioni

netta linea nera all’interno della fascia chiara

tasselli arancioni,giallastri o bianchi

netto contrastotra le fasce scure e le fasce colorate

visione ventrale (© Saxifraga-Frits Bink)

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IdentIfIcazIone

Euplagia quadripunctaria è una falena di medie dimensioni (ala an-teriore: 21–26 mm) facilmente riconoscibile: le ali anteriori da chiu-se assumono una forma triangolare quasi perfetta e sono di colore nero, con alcune striature trasversali bianche che formano una “v” nella parte basale. Le ali posteriori, che vengono mostrate quando la specie viene disturbata, sono di colore rosso-arancio acceso con una serie di macchie nere. Il capo è giallo, gli occhi neri, l’addome arancione con piccole macchie nere al centro di ogni segmento. Po-trebbe essere confusa con alcune specie della stessa sottofamiglia (Arctiinae) appartenenti al genere Arctia che hanno ali anteriori di colore scuro con macchie e/o striature chiare, ali posteriori gialle o arancioni e corpo dello stesso colore con macchie scure sui seg-menti, ma, ad un’analisi attenta, il disegno delle ali risulta unico. Il bruco di E. quadripunctaria è nero con tubercoli arancioni provvisti di setole e bande longitudinali gialle laterali e mediodorsali.

BIologIa ed ecologIa

La specie, abbastanza comune in Italia e diffusa in tutte le re-gioni con esclusione della Sardegna, predilige le aree boschive con microclima fresco e umido ma è possibile reperirla in diverse tipologie ambientali preferenzialmente con vegetazione ripariale, tra il livello del mare e i 1500 m di quota. Gli adulti sono attivi sia di giorno che di notte tra luglio ed ottobre ed è facile osservarli bottinare sui fiori di Eupatorium cannabinum e Sambucus ebulus. Durante le ore più calde della giornata si riparano all’ombra tra la vegetazione o anche in piccole grotte o cavità. Le larve si nutrono di diverse piante erbacee.

Euplagia quadripunctaria (Poda, 1761)Falena dell’edera (Lepidoptera, Erbidae)

© S. Corezzola

Larva di Euplagia quadripunctaria

© Leyo

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Individuo adulto di Euplagia quadripunctaria

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IdentIfIcazIone

Specie di medie dimensioni, con lunghezza dell’ala anteriore di 26-30 mm. Le ali hanno un colore di fondo grigio-bruno. Nella par-te dorsale hanno numerosi e grandi ocelli neri, cerchiati da una banda di colore giallo pallido. Ventralmente presentano nume-rosi e grandi ocelli neri, cerchiati di giallo e con un punto bianco all’interno. Le ali hanno una doppia linea marginale giallo chiaro e sull’ala posteriore è presente una banda bianca distintiva. Ma-schio e femmina sono simili, ma la femmina è di maggiori dimen-sioni e ha ali con un colore di fondo più pallido. Gli esemplari adulti sono caratterizzati da un volo piuttosto lento e pigro. Que-sta specie può essere confusa con diverse specie appartenenti alla stessa sottofamiglia delle Satyrinae, ma si distingue per alcu-ni tratti: il numero e la disposizione degli ocelli e la banda bianca sulla parte ventrale dell’ala posteriore.

BIologIa ed ecologIa

La specie vive in aree ecotonali, in radure fresche ed ombrose e lungo sentieri forestali, da 600 fino a circa 1600 m di quota. La femmina depone le uova nel sottobosco, su numerose ciperacee e graminacee, con preferenza per Carex montana, ma anche su Poa annua, P. trivalis, P. pratensis, Lolium perenne e Dactylis glome-rata. Gli adulti, attivi tra giugno e luglio, rimangono a lungo posati sulle fronde di alberi e cespugli e si possono osservare sia sulle fioriture sia posati su alberi e arbusti per riscaldarsi. Allo stadio adulto, la specie si nutre di linfa che fuoriesce dagli alberi e di sali minerali che ricava dalla terra o dallo sterco.

Lopinga achine (Scopoli, 1763)Baccante (Lepidoptera, Nymphalidae)

© P. Mazzei

© S. Corezzola © S. Hardersen

Caratteristiche morfologiche

Esemplari adulti di Lopinga achine

ocelli neri bordati di colore crema con punto interno bianco

banda bianca

ocelli neri bordati di colore crema

doppia linea marginale giallo chiaro

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IdentIfIcazIone

Specie di medie dimensioni (ala anteriore: 15-21 mm) che presenta un evidente dimorfismo sessuale. Nel maschio le ali sono dorsal-mente arancione lucente bordate di scuro; in quelle posteriori (ol-tre ad una banda scura nella parte interna) il bordo è a contatto con punti dello stesso colore; sono presenti piccole strie discocellulari scure. Nella femmina, dorsalmente le ali anteriori hanno macchie nere: due al centro dell’ala ed una serie postmediana con forma allungata; le ali posteriori, velate di bruno scuro, hanno una banda submarginale arancione dai margini dentellati. Ventralmente le ali anteriori di entrambe i sessi sono arancione pallido con una serie di punti neri bordati di chiaro. Le ali posteriori sono grigie con punti neri bordati di bianco disposti irregolarmente nella regione basale, che formano una serie postmediana; è presente una fascia aran-cione submarginale bordata di due serie parallele di punti che non arriva all’apice dell’ala. Le antenne sono anellate di grigio e nero con clava nera ed apice giallastro. La specie può essere confusa con alcune specie congeneriche ma è possibile distinguerla grazie all’osservazione del pattern e per le dimensioni maggiori.

BIologIa ed ecologIa

Specie igrofila che frequenta prati umidi, paludi, bordi di canali, la-ghetti ecc. con vegetazione erbacea alta almeno 40 cm dove sono presenti le piante nutrici della larva (genere Rumex). In Italia è pre-sente nelle regioni del nord e del centro fino alla Toscana e vola dal livello del mare fino a 500 m di quota. La specie presenta general-mente 2 o 3 generazioni annue (in rapporto alla latitudine) e vola tra aprile e ottobre.

Maschio di Lycaena dispar

Lycaena dispar (Haworth, 1802)Licena delle paludi (Lepidoptera, Lycaenidae)

Femmina di Lycaena dispar

Pattern ventrale delle ali di Lycaena dispar

© Palickap © Rosenzweig

© S. Hardersen

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Strie discocellulari

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IdentIfIcazIone

Specie di dimensioni medio-grandi, con lunghezza dell’ala ante-riore di 25-30 mm. Maschio e femmina sono simili, la femmina di dimensioni leggermente maggiori e con disegni neri meno estesi. Dorsalmente la colorazione di fondo è bianca, con un reticolo di linee, macchie nere e ocelli scuri, disposti secondo un disegno ben definito. Ventralmente la colorazione di fondo è bianca, con sottili linee nere o marroni che sottolineano l’andamento delle nervature e degli ocelli, che presentano una pupilla azzurra.La specie potrebbe essere confusa con le congeneri, da cui si di-stingue per diversi caratteri: i disegni sono generalmente più chiari; sulla pagina superiore dell’ala anteriore il tratto nero che attraver-sa la cella è incompleto, ovvero non tocca la nervatura inferiore. Inoltre, in prossimità dell’apice dell’ala anteriore, sono presenti due ocelli con pupilla azzurro-blu distintivi. Sulla pagina inferiore dell’a-la anteriore i disegni sono poco marcati, le linee a zigzag marginali sono ridotte e formano angoli retti. Sulla pagina inferiore dell’ala posteriore gli ocelli sono molto evidenti, brillanti e con contorni neri ben distinti, e le nervature sono marcate di marrone scuro o nero.

BIologIa ed ecologIa

La specie si rinviene principalmente in aree aperte frammiste alla vegetazione mediterranea, con zone rocciose nude, estesi cespu-glieti, e pochi alberi sparsi, dal livello del mare fino a circa 1200 m di quota. La femmina depone le uova su alcune piante della fa-miglia delle graminacee, Stipa pennata e Brachypodium retusum, che sono le piante nutrici delle larve. Gli adulti sono in volo da inizio maggio (talvolta anche già da fine aprile) fino a fine giugno.

Melanargia arge (Sulzer, 1776)Arge (Lepidoptera, Nymphalidae)

Individuo adulto di Melanargia arge

© M. Rowlings

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12

Visione ventrale e dorsale delle ali di Melanargia arge

le linee marginali formano angoli retti

ocelli evidenti con contorni ben distinti

nervature marcate

ocelli con pupilla azzurra

tratto nero incompleto

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IdentIfIcazIone

Specie di grandi dimensioni, con lunghezza dell’ala anteriore di 34-40 mm e con ali posteriori dentate e munite di codine. Maschio e femmina sono simili, la femmina di dimensioni leggermente maggiori. Dorsalmente la colorazione di fondo è gialla, con eviden-ti e caratteristiche fasce nere trasversali. Nell’ala anteriore sono presenti, oltre ad una fascia nera basale e ad una terminale, 4 fasce trasversali nere, due intere e due interrotte. Nell’area anale delle ali posteriori è presente una macchia rosso-arancione. Ven-tralmente i disegni riprendono quelli della parte dorsale, ma con una colorazione di fondo più chiara. Il volo è potente. La specie potrebbe essere confusa con le congeneri Macaone (P. machaon), da cui si distingue per la presenza di un’ampia area triangolare gialla nell’area basale dell’ala anteriore (uniformemente nera in-vece nella Macaone), e con P. hospiton, che è però presente solo in Sardegna. Può essere confusa infine con la farfalla Podalirio (Iphi-clides podalirius), che presenta però delle codine molto più lunghe nelle ali posteriori ed un maggior numero di fasce trasversali nere sulle ali anteriori.

BIologIa ed ecologIa

La specie si rinviene principalmente in macereti e nelle aree calde ed aride dei versanti collinari e montani, con preferenza per le aree a substrato roccioso, tra i 200 e i 1700 m di quota. La femmina depone le uova su diversi generi di Apiacee (Ptychotis, Opopanax, Trilia, Seseli, ecc.) che sono le piante nutrici delle larve. Gli adulti sono in volo da inizio aprile fino a fine luglio.

Papilio alexanor Esper, 1800Alexanor (Lepidoptera, Papilionidae)

© A. Vliegenthart in Van Swaay et al. 2012

Individuo adulto di Papilio alexanor

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Visione dorsale di Papilio alexanor

area basale triangolare

gialla due fasce nere interrote

due fasce nere intere

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IdentIfIcazIone

Specie di grandi dimensioni, con lunghezza dell’ala anteriore di 34-40 mm e con ali posteriori dentate e munite di codine. Maschio e femmina sono simili, la femmina di dimensioni leggermente maggiori. Dorsalmente la colorazione di fondo è gialla, con ve-nature e macchie nere. L’area basale dell’ala anteriore è unifor-memente nera. L’area submarginale dell’ala posteriore presenta una fascia scura con macchie (ocelli) di un blu intenso; nell’area anale delle ali posteriori è presente una macchia rosso-arancio-ne. Ventralmente i disegni riprendono quelli della parte dorsale, ma con una colorazione meno intensa. La specie potrebbe essere confusa con la più comune Macaone (P. machaon), da cui si distin-gue per le codine più corte e tozze e per la forma delle macchie rosso-arancioni sulle ali posteriori (strette e di forma semilunare in P. hospiton, circolari in P. machaon). Inoltre, come indicato dal suo nome comune, P. hospiton è presente esclusivamente in Sar-degna.

BIologIa ed ecologIa

La specie si rinviene principalmente in aree rocciose, radure e zone cespugliose o con vegetazione rada, dal livello del mare fino a circa 1600 m di quota. La femmina depone le uova su diverse specie di Apiacee, in particolare Ferula communis e Ruta corsica, che sono le piante nutrici delle larve. Gli adulti sono in volo da marzo a giugno, ma occasionalmente si può incontrare qualche individuo anche in piena estate.

Papilio hospiton Gené, 1839Macaone di Sardegna (Lepidoptera, Papilionidae)

Individuo adulto di Papilio hospiton

© M. Doneddu

Visione dorsale di Papilio hospiton

codine corte e tozze

macchie rosso-arancionistrette e di forma

semilunare

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IdentIfIcazIone

Specie di grandi dimensioni, con lunghezza ala anteriore di 31-44 mm. Visione dorsale: colorazione di fondo bianco traslucido, con aree grigiastre. Sulle ali posteriori sono presenti due grosse macchie rotonde (ocelli) di colore rosso o rosso-aranciate, con-tornate di nero, con una piccola macchia bianca al centro. Visio-ne ventrale: simile alla visione dorsale, con presenza di ulteriori macchie rosse basali. Maschio e femmina sono simili, la femmi-na di dimensioni maggiori. La specie assomiglia alle congeneri, P. mnemosyne e P. phoebus, dalle quali si può distinguere per le maggiori dimensioni. Si distingue facilmente da P. mnemosy-ne per la presenza di macchie rosse, completamente assenti in quest’ultimo. A differenza di P. phoebus, Apollo ha una macchia nera in posizione Sp1 dell’ala anteriore, mentre è privo di mac-chie rosse in posizione subcostale delle ali anteriori. Inoltre, P. apollo ha antenne con aste grigio uniforme mentre in P. phoebus sono distintamente anellate di bianco e nero.

BIologIa ed ecologIa

La specie si rinviene prevalentemente da 600 fino a circa 2500 m di quota, in prati-pascoli alpini e subalpini, in vicinanza di ghiaioni, pietraie e radure boschive. La femmina depone le uova su specie della famiglia delle Crassulaceae appartenenti ai generi Sedum e Sempervivum in particolare Sedum album e Sempervivum tecto-rum, che sono le piante nutrici delle larve. Gli adulti sono in volo principalmente da metà giugno a fine agosto. Il volo è lento e sfar-fallante. Si trova spesso posata ad ali spiegate sui cardi ed altre composite alpine.

Parnassius apollo (Linnaeus, 1758)Apollo (Lepidoptera, Papilionidae)

Individuo adulto di Parnassius apollo

© P. Mazzei

© J

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antenne grigio uniforme

Visione dorsale di Parnassius apollo

assenza di ocello rosso subcostale

ocelli rossi di grandi dimensioni

macchia nera caratteristica

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IdentIfIcazIone

Specie di medie dimensioni (ala anteriore: 26-34 mm), con ali ar-rotondate bianche con venature nere; ali anteriori con due eviden-ti macchie nere all’interno della cellula discale, mentre gli apici sono traslucidi, quasi trasparenti. Il margine interno (anale) delle ali posteriori porta una banda di squame nere o grigie più o meno estesa che può arrivare a toccare la cellula discale e la macchia nera all’apice distale di quest’ultima. Lo stesso pattern è presente sulla faccia ventrale delle ali. Le femmine possono avere macchie nere ed aree grigie più estese dei maschi. La specie è simile alle altre specie del genere Parnassius presenti in Italia ma è facil-mente distinguibile da queste per la totale assenza di macchie rosse sulle ali. La specie può essere confusa con Aporia crataegi che però non presenta macchie scure sulle ali ed ha l’apice delle antenne chiaro. La larva è di colore nero o bruno, con una serie di macchie dorso-laterali di dimensioni e forma irregolare di colore arancione; il corpo è ricoperto da corte setole nere.

BIologIa ed ecologIa

La specie frequenta prati e radure ai margini di boschi, dove cre-scono le piante nutrici della larva (genere Corydalis). In Italia gli adulti volano tra 600 e 2200 m s.l.m., sull’arco alpino e lungo tutto l’Appennino fino ai Nebrodi ed alle Madonie in Sicilia. Gli adulti sono attivi tra maggio ed agosto, nutrendosi del nettare dei fiori di diverse specie di piante e sono facilmente osservabili.

Parnassius mnemosyne (Linnaeus, 1758)Mnemosine (Lepidoptera, Papilionidae)

Individui adulti di Parnassius mnemosyne

© R. Innocenzi © S. Corezzola

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IdentIfIcazIone

Specie di piccole dimensioni (ala anteriore: 15-26 mm circa). Il lato superiore delle ali è blu violaceo con ampie bande marginali brune; è presente una banda postmediana costituita da macchie scure allungate, meno visibile nelle posteriori ed in generale più estesa nelle femmine. È inoltre presente una serie di punti scuri antemarginali, più evidenti nelle ali posteriori. Ventralmente le ali sono grigio chiaro e soffuse di celeste; sono presenti diversi punti scuri e bordati di chiaro di forma più o meno regolare. La larva ha la forma tipica dei Licenidi ed è di colore biancastro rosato con microsetole sparse. Phengaris arion è difficile da distinguere da P. teleius anche a causa della variabilità del pattern di entrambe le specie. In generale P. teleius ha nervature più marcate e una minore estensione delle macchie scure.

BIologIa ed ecologIa

Phengaris arion è una specie xerotermofila associata a pendii ari-di ed erbosi dal livello del mare fino a 2000 m s.l.m. È una specie mirmecofila: la larva per completare il suo sviluppo ha bisogno di nutrirsi di uova e larve di formiche del genere Myrmica all’inter-no di formicai, producendo un secreto zuccherino grazie al quale riesce a farsi “adottare”. Durante le prime fasi di sviluppo invece le larve si nutrono di diverse specie del genere Thymus. L’impu-pamento avviene nelle parti più superficiali dei formicai. Gli adulti presentano una sola generazione e sono in volo tra la fine di mag-gio e l’inizio di agosto. La specie è presente in Italia continentale e peninsulare fino alla Sila, ad esclusione delle isole.

Phengaris arion (Linnaeus, 1758)Maculinea del timo (Lepidoptera, Lycaenidae)

Individui adulti di Phengaris arion

© G. Ferretti© PJC&Co

© C. van Swaay

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Pattern ventrale delle ali di Phengaris arion

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IdentIfIcazIone

Specie di medie dimensioni (lunghezza ala anteriore: 18-22 mm). In entrambi i sessi, la parte superiore delle ali è celeste con una bordatura grigio-nera che si estende verso l’interno. Dall’area ba-sale delle ali si estende inoltre una leggera sfumatura violacea. La parte inferiore delle ali, simile in maschi e femmine, è di colore bruno chiaro con numerose macchie nere. Phengaris teleius può essere confusa con P. arion, da cui si distingue grazie a: le nerva-ture alari più marcate; la minore estensione delle macchie nere; la serie ante marginale di punti scuri sulle ali posteriori poco di-stinguibili; al colore di fondo tendente al bruno chiaro nella parte ventrale; ai punti neri tutti di simili dimensioni (al contrario in P. arion sono nettamente più grandi quelli sulle ali anteriori) e alla sfumatura blu-verde ridotta nella parte basale delle ali posteriori.

BIologIa ed ecologIa

Specie igrofila, si trova in prati umidi, stagni e torbiere dalla pianu-ra fino a 800 m s.l.m. Gli adulti sono attivi soprattutto tra la fine di giugno e la metà di agosto. Dalla schiusa delle uova fino alla terza muta il bruco si nutre delle infiorescenze immature di Sanguisor-ba officinalis. Successivamente si lascia cadere al suolo e cerca di farsi trasportare all’interno del formicaio da formiche del genere Myrmica. La larva produce una sostanza zuccherina, di cui le for-miche vanno ghiotte e che ne inibisce l’aggressività. Nel formicaio si nutre delle larve delle formiche, compiendo gli stadi finali del suo sviluppo fino allo sfarfallamento.

Phengaris teleius (Bergsträsser, 1779)Maculinea della Sanguisorba (Lepidoptera, Lycaenidae)

Individui adulti di Phengaris teleius (maschio e coppia)

Confronto tra maschi e femmine di Phengaris teleius

Ali celesti con bordatura nera

Macchie grigio- nere marginali poco marcate leggera

sfumatura violacea

Stessa distanza tra ocello postdiscale e

macchie submarginali e tratto discocellulare

nero

Tratto discocellulare nero

Colore bruno scuro♀

© Saxifraga-Arthur van Dijk & Vlinderstichting-Albert Vliegenthart

© Miloš Popović

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IdentIfIcazIone

Proserpinus proserpina è una falena di medie dimensioni (ala an-teriore: 16-30 mm circa). Le ali anteriori sono allungate e di colore verde oliva-beige (più scure verso i margini sfrangiati), attraver-sate da una fascia mediana di colore verde scuro con una macchia discale nera. Le ali posteriori sono di colore arancione chiaro e hanno una banda scura in corrispondenza del margine distale, an-ch’esso sfrangiato. Le larve mature portano ai lati del corpo una serie di macchie spiracolari nere colorate all’interno di celeste e arancione. Il carattere distintivo della specie si trova nella regione distale della larva dove, al posto del cornetto caudale tipico di mol-ti Sfingidi, si trova un tubercolo discoidale arancione con il centro nero. L’adulto della specie potrebbe essere confuso con Mimas tiliae, ma M. tiliae ha dimensioni maggiori e la fascia mediana sulle ali anteriori è interrotta.

BIologIa ed ecologIa

La specie, attiva prevalentemente al crepuscolo e di notte, predi-lige i margini dei boschi e delle radure (frequenta anche le rive dei torrenti), fino a 1200 m di quota. In Italia è presente in modo discontinuo nella maggior parte delle regioni peninsulari ed in Si-cilia. Gli adulti, attivi tra maggio e giugno, si nutrono di nettare (es. origano, viperina azzurra, caprifogli e garofani). Le larve, più facili da osservare, si sviluppano tra giugno e luglio a spese di Epilo-bium spp., Oenothera spp. e Lithrum salicaria.

Proserpinus proserpina (Pallas, 1772)Proserpina (Lepidoptera, Sphingidae)

Particolare del tubercolo caudale della larva

Adulto e larva di Proserpinus proserpina

© Lucarelli © A. Eichler

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IdentIfIcazIone

Specie di medie dimensioni (ala anteriore: 23-31 mm), con ali lun-ghe e slanciate, dalla livrea inconfondibile rispetto alle altre spe-cie di farfalle italiane. Il colore di fondo è giallo. In visione dorsale, ciascuna ala presenta elaborate macchie nere ed ha il bordo or-nato di lunule, formanti un orlo a zig-zag; sulle ali posteriori sono inoltre presenti macchie rosse e blu. Sulla superficie ventrale di ciascuna ala sono presenti disegni simili a quelli della pagina su-periore, in cui è però l’arancio-rosso a dominare sul nero, e la co-lorazione di fondo è biancastra. Il corpo è nero con file di macchie rosso acceso, così come il capo. Recentemente la specie è stata distinta dal punto di vista genetico e sulla base di differenze mor-fologiche dell’apparato genitale, da Z. cassandra; tale distinzione non è però possibile sulla base della morfologia esterna. A nord del fiume Po è presente Z. polyxena mentre a sud è presente Z. cassandra (in alcune località convivono).

BIologIa ed ecologIa

La specie è legata ad alcune specie del genere Aristolochia (fa-miglia Aristolochiaceae) e frequenta prati e radure dal livello del mare fino a circa 1200 m di quota. Gli adulti si possono facilmente osservare in volo e sui fiori vicino alla pianta ospite, principal-mente tra aprile e maggio (in alcuni casi tra la fine di marzo e giugno). Le larve possono essere avvistate sulle piante nutrici du-rante il periodo estivo ed autunnale, mentre trascorrono l’inverno allo stadio di crisalide.

Zerynthia polyxena/cassandraPolissena (Lepidoptera, Papilionidae)

© S. Corezzola © S. Hardersen

Individui adulti di Zerynthia polyxena/cassandra

Caratteri distintivi delle ali di Zerynthia polyxena/cassandra

fondo giallo con macchie nere

disegno a zig - zag

disegno a zig - zag

macchie rosse e blu

disegni con predominanza di rosso

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Che cos’è il monitoraggio?

Monitorare vuol dire raccogliere e analizzare os-servazioni o misurazioni demografiche e/o biometri-che di una popolazione di una specie nel corso del tempo, utilizzando un protocollo standard. Il moni-toraggio permette di valutare gli effetti di misure di conservazione adottate. La Direttiva Habitat, con gli articoli 11 e 17, impone infatti agli enti gestori dei siti della Rete Natura 2000 il monitoraggio dello stato di conservazione degli habitat naturali, nonché della flora e della fauna selvatiche elencati nei suoi alle-gati, per poterne assicurare il mantenimento o il ri-pristino di uno stato di conservazione soddisfacente.

Ma perché usare un metodo standardizzato per effettuare un monitoraggio? Solo un metodo stan-dard e programmi opportunamente pianificati ga-rantiscono che i dati siano confrontabili nel tempo e tra diversi siti. Inoltre, un metodo standard permette di ridurre le possibili fonti di errore nella raccolta dati. Generalmente i metodi prevedono una regolare e continua ripetizione dei rilevamenti per garantire che il monitoraggio venga effettuato durante la fase di massima attività della specie e anche per dimi-nuire la rilevanza di eventuali dati difformi raccolti per contingenze particolari (ad esempio, in situazio-ni climatiche eccezionali). Maggiore è il numero del-le stazioni di rilevamento e la frequenza dei rilievi, maggiore è la precisione delle informazioni ottenute.

I monitoraggi InNat

I metodi di monitoraggio standard riportati in questa pubblicazione sono stati sviluppati nell’am-bito del progetto Life MIPP (Monitoring of insects with public participation LIFE11NAT/IT7000252). Il progetto MIPP ha permesso di confrontare diversi protocolli sperimentali ed individuare quello più ido-neo per ottimizzare la relazione tra costi e benefici. In particolare, i metodi definiscono il numero minimo di uscite sufficienti per raccogliere dati necessari a stimare l’andamento delle popolazioni, concentran-do il monitoraggio durante la fase di maggiore attivi-tà della specie. Le schede tecniche di monitoraggio riportate nelle pagine seguenti costituiscono un ra-

pido strumento per tutti coloro che sono impegnati nella conservazione e nel monitoraggio di cinque specie di coleotteri saproxilici protette dalla Diret-tiva Habitat: Lucanus cervus, Osmoderma eremita, Cerambyx cerdo, Rosalia alpina e Morimus asper/funereus. Ogni scheda è composta da due parti: una descrizione sintetica del metodo di monitoraggio standard da applicare (come e quando effettuarlo) e la scheda di campo da utilizzare durante le sessioni di monitoraggio.

Per maggiori dettagli sui metodi di monitoraggio, riportati in modo sintetico in questo manuale, fare riferimento a: Carpaneto G.M., Audisio P., Bologna M.A., Roversi P.F., Mason F. (2017). Linee Guida per il monitoraggio dei coleotteri saproxilici protetti in Europa. Nature Conservation, 20 (Special Issue)

https://ab.pensoft.net/article/21672/

Il monitoraggio

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Tab. 1 Protocollo di monitoraggio per Lucanus cervus

Metodo di monitoraggio avvistamento lungo transetti al crepuscolo

Numero di transetti per area studio da 1 a 4

Distanza minima tra i transetti almeno 200 m

Lunghezza del transetto 500 m

Lunghezza dei settori intermedi 100 m

Periodo di monitoraggio giugno - luglio

Frequenza di monitoraggio (per ogni transetto) settimanale

Numero di ripetizioni per aree fino a 400 m s.l.m. (settimane dell’anno suggerite) 6 (23a - 28a)

Numero di ripetizioni per aree oltre i 400 m s.l.m. (settimane dell’anno suggerite) 5 (26a - 30a)

Periodo del giorno al tramonto

Durata giornaliera del monitoraggio (per transetto) 30’ (inizio 15’ prima e termine 15’ dopo il tramonto)

Numero di operatori (per transetto) 1

Equipaggiamento per l’individuazione dei transetti cordella metrica, nastro segnaletico bianco e rosso (o tar-ghette identificative/numerate), GPS

Equipaggiamento per il monitoraggio portablocco, scheda di campo, matita e gomma, lampada frontale o torcia, orologio, termoigrometro

Il metodo di monitoraggio consiste nell’avvista-mento degli adulti di Lucanus cervus, da parte di un operatore che percorre a velocità costante un transetto di 500 m di lunghezza al tramonto. Le fasi operative del metodo sono: i) individuare i percor-si idonei (strade forestali con tratti rettilinei, senza copertura arborea; no percorsi ad anello o tratti pa-ralleli adiacenti) dove effettuare il transetto (da 1 a 4 transetti per area studio, distanziati almeno 200 m); ii) segnare, con nastro segnaletico bianco e rosso o targhette numerate, l’inizio, la fine e i settori inter-medi (ogni 100 m) del transetto; georeferenziare con GPS partenza e arrivo del transetto; iii) pianificare periodo e numero di sessioni di monitoraggio (Ta-bella 1); iv) ad ogni sessione l’operatore percorre il transetto (a passo lento: 500 m in 30’; 100 m in 6’) partendo 15’ prima dell’orario del tramonto (da registrare per ogni uscita) e terminando 15’ dopo; v) ad ogni sessione la direzione del transetto deve essere invertita: se nella sessione I l’operatore per-corre il transetto da inizio a fine (I-F) alla sessione II dovrà percorrerlo dalla fine all’inizio (F-I), e così

via per le sessioni successive; vi) durante il percor-so, l’operatore segna sull’apposita scheda di campo ogni individuo avvistato entro i 10 m di larghezza del transetto, usando il codice riportato sulla scheda stessa; vii) al termine di ogni sessione i dati devono essere raccolti all’interno di un file (riportati come numero di esemplari per ogni transetto e sessione); viii) in caso di pioggia o vento forte, la sessione deve essere spostata ad altro giorno della settimana o an-nullata; ix) al termine dell’ultima sessione, calcolare il valore medio di avvistamenti annuali (numero di individui per transetto e sessione).

descrIzIone del metodo

Esempio di apertura della canopy sopra il transetto ed esempio di viale usato per transetto (Foto M. Bardiani e I. Toni).

Metodo di monitoraggio diLucanus cervus

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40

Scheda di campo

Area studio Data giorno della

settimana gg mm aaaa

Operatore Orario del

tramonto

Sessione n°

Codice transetto Direzione transetto I-F F -I Vento 0 - 1 - 2 - 3 - 4 F I Ora di inizio

Temperatura iniziale Umidità iniziale Ora di fine Temperatura finale Umidità finale CODICI M maschio

F femmina

U sesso non rilevabile

0 a terra

1 in volo < 2 m

2 in volo > 2 m

0 assenza di vento

1 erba/foglie mosse

2 piccoli rami mossi

3 grandi rami mossi

4 tronchi mossi

note altre specie I transetto F

100

m

200

m

400

m

400

m

500

m

5 metri 5 metri

300

m

100

m

200

m

300

m

dire

zion

e tr

anse

tto

dire

zion

e tr

anse

tto

500

m

12’

18’

24’

30’

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ll metodo consiste nell’uso di trappole ad intercet-tazione attrattive, attivate con feromone. Ogni trap-pola è composta da due pannelli di polionda nero (25 cm x 30 cm, 3 mm), un imbuto di plastica bianco (dia-metro superiore 30 cm, diametro inferiore 4 cm), un contenitore cilindrico da 500 cc in HDPE con tappo a vite ed un gancio di fil di ferro. I due pannelli si di-spongono a croce e vengono fissati a quattro scana-lature praticate sul bordo superiore dell’imbuto. Con una fresa si fora il tappo a vite del contenitore e si incastra nel becco dell’imbuto (accorciato di almeno 4 cm) fissandolo con delle fascette alle pareti laterali dell’imbuto. Al collettore si avvita il contenitore, alla cui base vanno fatti dei fori che permettono all’acqua piovana di uscire. Sulla parte bassa di uno dei pan-nelli si crea un piccolo occhiello con il fil di ferro per fissare la provetta con il feromone (1200 μl).

Una settimana prima del monitoraggio: i) si ag-ganciano le trappole, senza contenitore né feromone, ai rami degli alberi privi di cavità (a circa 2-2,5 m di altezza), ad una distanza di almeno 100 m tra di loro; ii) si numerano e mappano con un GPS. Fare attenzio-ne a non mettere la trappola troppo esposta al sole. Si attivano il lunedì, avvitando il contenitore e inse-

Tab. 2 Protocollo di monitoraggio per Osmoderma eremita

Metodo trappole a feromone (o Black Cross Windows Traps o BCWT)

Numero di trappole 15 BCWT per ogni sito

Posizione delle trappolecasuali, lungo transetti (sentieri, filari di alberi idonei, etc.) o disposte in egual numero e ordinatamente in griglie di 3 file di 5 trappole ciascuna (200 m x 400 m)

Distanza tra le trappole 100 m

Periodo di monitoraggio giugno - agosto

Numero di controlli 15

Frequenza dei controlli 3 a settimana per 5 settimane

Orario giornaliero 09:00-18:00, in qualsiasi momento della giornata

Numero di operatori 2

Ore per persona 30

Attrezzatura

GPS, portablocco, scheda di campo, matita, orologio, provette (1,5 ml) contenenti feromone (miscela racemica di γ-decalact-one), rulli in cotone (diametro = 6 mm circa, L. = 40 mm; tipo uso odontoiatrico), macchina fotografica, bastone con gancio (tipo “appendiabiti”), guanti monouso per maneggiare il feromone

descrIzIone del metodo

Trappola a feromone (BCWT) per la cattura di O. eremita. A. Trappola provvista di provetta contenente il feromone; B. Po-sizionamento sul ramo di un albero; C. Inserimento dell’imbuto nel collettore; D. uno scarabeo eremita catturato sul fondo del collettore (Foto di E. Capogna A-B, F. Bernardini C-D).

Metodo di monitoraggio di Osmoderma eremita s.l.

rendo la provetta aperta con il feromone e il rullo di cotone e si inseriscono nel flacone muschio o foglie per mantenere l’umidità. Il controllo si effettua mer-coledì e venerdì. Disattivarle venerdì dopo il controllo, rimuovendo contenitore e feromone. Ad ogni control-lo devono essere annotati sulla scheda gli individui catturati, fotografati e rilasciati. Nelle aree più calde iniziare il monitoraggio a fine giugno ed in quelle più fredde a metà luglio.

A B

C D

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42

Scheda di campo

0 1 2 3 4 0 1 2 3 40 1 2 3 4 0 1 2 3 4

N° controllo: Data: Area di studio: Operatori:

ORARIO inizio: NUVOLOSITÀ inizio: PIOVOSITÀ inizio:ORARIO fine: NUVOLOSITÀ fine: PIOVOSITÀ fine:

TRAP. ID MASCHIO FOTO FEMMINA FOTO TOTALE NOTE

Maschio: numero di maschi catturati.Femmina: numero di femmine catturate.Foto: codice della foto fatta.

LEGGENDA:Controllo = numero del controllo.Nuvolosità = presenza di nuvole, 0: nuvole assenti, 1: le nuvole coprono 1-25% del cielo, 2: le nuvole coprono 26-50% del cielo, 3: le nuvole coprono 51-75% del cielo, 4: le nuvole coprono 76-100% del cielo.

Piovosità = presenza di pioggia, 0: pioggia assente; 1: pioggia debole e irregolare; 2: pioggia debole ma costante; 3: pioggia costante di intensità intermedia; 4: pioggia forte, costante e abbondante.

Trap. Id= codice identificativo della trappola.

LEGENDA:

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Il metodo di monitoraggio consiste nell’uso di trap-pole attrattive, costituite da una camera di cattura collegata ad una camera per l’esca attrattiva (liqui-da). Sono quindi necessari: due contenitori cilindrici da 1000 cc, in HDPE, con tappo a vite; un imbuto da 10 cm di diametro e retina metallica con maglia 2x2 mm. Con una fresa da 76 mm si forano i 2 tappi e il fondo di uno dei contenitori. Si assembla la camera di cattura fissando, con 4 viti, un tappo forato al fondo del flacone forato, avendo cura di inserire tra i due pezzi la retina metallica. In questo modo, gli individui catturati non potranno cadere nel liquido attrattivo. Il becco dell’imbuto viene tagliato, creando un foro infe-riore di 4 cm di diametro, fissato al rimanente tappo forato e poi avvitato sulla camera di cattura.

La miscela attrattiva è composta da 50% di vino rosso e da 50% di vino bianco, con l’aggiunta di 220 g di zucchero, per un volume finale di 500 cm3. La misce-la deve essere preparata una settimana prima della messa in posizione della trappola per ottenere un’esca con un grado di fermentazione idoneo e consentire allo zucchero di dissolversi completamente nella miscela.

Le trappole sono disposte a coppie su querce a una distanza di almeno 100 m tra di loro. Ogni coppia è composta da una trappola ad 1,5 - 2 m di altezza e una oltre i 10 m (usare una fionda forestale per il

lancio del cordino).Il monitoraggio avviene controllando quotidia-

namente (tra le 8:00 e le 11:00) le trappole. Devono essere effettuati tre controlli alla settimana più un’u-scita per l’attivazione delle trappole, per un totale di quattro uscite alla settimana per cinque settimane. Le trappole devono essere attivate lunedì e rimanere attive fino a giovedì. Ad ogni controllo devono essere annotati su un’apposita scheda gli individui catturati. Dopo l’ultimo controllo settimanale, le trappole devo-no essere disattivate temporaneamente chiudendo il contenitore con un coperchio e rimuovendo quello modificato con l’imbuto (Tab. 3).

Tab. 3 Protocollo di monitoraggio per Cerambyx cerdo

Metodo trappole attrattive

Numero di trappole 20 trappole per ogni sito

Numero di alberi 10 (individuati lungo strade forestali o sentieri)

Posizionamento delle trappole una trappola sul tronco (a 1,5-2 m di altezza) e una trappo-la sui rami alti (oltre 10 m di altezza)

Distanza tra le trappole almeno 100 m

Periodo di monitoraggio giugno - luglio

Numero di ripetizioni 15

Frequenza dei controlli tre a settimana (per 5 settimane)

Orario giornaliero 8:00-11:00

Numero di operatori 2

Ore per persona 40

Attrezzatura portablocco, foglio di campo, matita, GPS, corda, due barat-toli di ricambio, bottiglie con miscela di rabbocco

descrIzIone del metodo

Posizionamento di una coppia di trappole, alle due altezze previste A. su branca ad oltre 10 m; B. sul tronco a 1,5 - 2 m; C. dettaglio costruttivo del coperchio modificato con imbuto e flacone modificato a camera di raccolta (Foto M. Bardiani).

Metodo di monitoraggio di Cerambyx cerdo

A

B

C

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Sito

____

____

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____

____

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____

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MM

FF

MM

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MM

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MM

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MM

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MM

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MM

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MM

FF

MM

FF

MM

FF

11

22

33

44

55

66

77

88

99

1010

Scheda di campo

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Il monitoraggio consiste nell’avvistamento e con-teggio di individui di Rosalia alpina su alberi sele-zionati. In totale devono essere individuati 15 alberi morti o parzialmente morti. Il tronco deve avere un diametro di almeno 30 cm (misurati a petto d’uomo) ed essere esposto al sole, almeno durante le ore centrali del giorno. Gli alberi scelti devono essere facilmente accessibili all’operatore e relativamente vicini, meglio se collegati da un unico percorso. Si consiglia una perlustrazione di tutta l’area prima del-la selezione definitiva degli alberi.

Gli alberi scelti devono essere controllati una vol-ta a settimana, durante il periodo di massima attività della specie e in giornate con assenza di pioggia e temperatura media giornaliera superiore a 20°C. In caso di condizioni meteo non favorevoli, la sessione deve essere rimandata ad altro giorno della settima-na. L’intervallo tra una sessione e l’altra dovrebbe essere tra i 5 e i 9 giorni.

Il controllo è effettuato da due operatori che contemporaneamente controllano per circa 1-2 min la superficie del tronco (alberi di grande diametro richiedono relativamente più tempo) e comunicano tra loro per evitare doppi conteggi. La parte supe-riore del tronco può essere monitorata con un bi-nocolo. Controllare anche possibili cavità. Tutti gli individui avvistati sono riportati sull’apposita sche-da di campo.

Tab. 4 Protocollo di monitoraggio per Rosalia alpina

Metodo avvistamento su alberi

Numero di alberi 15 per sito (lungo transetti)

Distanza tra gli alberi 50 m - 300 m

Periodo di monitoraggio luglio - agosto

Numero di sessioni 5

Frequenza di controllo una sessione a settimana

Orario della giornata 11:00 -15:00

Numero di operatori 2

Ore a persona 10

Materiale portablocco, scheda di campo, matita, orologio, binocolo, GPS

descrIzIone del metodo

Esempio di albero da monitorare (Foto Archivio MIPP).

Metodo di monitoraggio di Rosalia alpina

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Monitoraggio Rosalia alpina – SCHEDA DI CAMPO

Area di studio: __________________________ Anno: _________

Albero ID

Campionamento_1 Campionamento _2 Campionamento _3 Campionamento _4 Campionamento _5

Data (gg/mm)

Data (gg/mm)

Data (gg/mm)

Data (gg/mm)

Data (gg/mm)

Nome operatore

Nome operatore

Nome operatore

Nome operatore

Nome operatore

Ora inizio (hh:mm)

Ora inizio (hh:mm) Ora inizio (hh:mm) Ora inizio (hh:mm) Ora inizio (hh:mm)

01

02

03

04

05

06

07

08

09

10

11

12

13

14

15

Ora fine (hh:mm) Ora fine (hh:mm) Ora fine (hh:mm) Ora fine (hh:mm) Ora fine (hh:mm)

Note:

Scheda di campo

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Il metodo consiste nella costruzione di sette cata-ste di legna, create usando tronchi tagliati da poco o caduti di recente. Ogni catasta (di volume pari a 0,3 m3) è formata da ceppi (disposti su 2-4 strati) aventi un diametro tra i 13-45 cm e lunghezza di 60 cm. Le cataste sono da realizzare poche settimane pri-ma dell’inizio dei monitoraggi. Il metodo prevede di: i) utilizzare per le cataste specie arboree dominanti nell’area, con preferenza di faggio, querce e carpi-no bianco; ii) posizionare le sette cataste ogni 100 m lungo transetti lineari, numerarle e mapparle con GPS; iii) compilare la scheda di campo con la data, il sito, l’ora di inizio e fine, il nome degli operatori e la temperatura (Tab. 5); iv) cercare, in due operatori muniti di torcia, gli individui di M. asper, sulla su-perficie dei ceppi, negli interstizi ed alla base della catasta; v) ogni operatore deve controllare entrambi i lati di ogni catasta; vi) contare gli individui e deter-minare il loro sesso compilando la scheda di campo; vii) rilasciare gli individui sulla medesima catasta.

Il controllo delle cataste è da effettuare dopo le ore 20:00, una volta a settimana per le 5 settima-ne di massima attività della specie, esclusivamente in assenza di pioggia con una temperatura media giornaliera compresa tra 15° e 26°C. Il periodo utile per i monitoraggio si estende tra aprile e luglio. Per

Tab. 5 Protocollo di monitoraggio per Morimus asper

Metodo cataste di legno recentemente tagliate

Numero di cataste 7 per ogni sito da monitorare

Posizionamento delle cataste lungo transetti

Distanza tra le cataste 100 m

Periodo di monitoraggio aprile - luglio

Numero di repliche 5

Frequenza di controllo una volta a settimana

Ora del giorno 20:00-24:00

Numero degli operatori 2

Ore per persona 5 ore per persona

Materiale da campo portablocco, una scheda di campo, una torcia da testa, una matita, un orologio, una fauna-box e due ginocchiere

descrIzIone del metodo

Metodo di monitoraggio di Morimus asper/funereus

esempio; a quote basse i lavori di campo devono ini-ziare già nel mese di aprile, mentre a una quota di 800 m i monitoraggi sono da pianificare per il mese di giugno e inizio luglio.

Catasta di legno di faggio recentemente tagliata e usata per il monitoraggio di M. asper (Foto S. Hardersen).Due operatori che cercano in parallelo individui di M. asper durante il monitoraggio (Foto M. Maura).

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Data Ora Inizio Ora fine

_________________ _________________ _________________

Sito Temperatura Operatori

_________________ _________________ _________________

Numero di catasta

N. ♂ N. ♀ Totale

Scheda di campo

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Il progetto InNat ha lo scopo di promuovere la Direttiva Habitat e la Rete Natura 2000 e di incrementare la conoscenza della distribuzione di trenta specie di insetti protetti grazie alla Citizen Science. Nel manuale vengono anche fornite indicazioni per il monitoraggio di cinque Coleotteri saproxilici protetti ad uso dei gestori dei siti della Rete Natura 2000.

1. Rosalia alpina (F. Lemma) 2. Brachytrupes megacephalus (M. Romano) 3. Zerynthia polyxena/cassandra (S. Corezzola) 4. Leucorrhinia pectoralis (F. Leandri) 5. Osmoderma eremita (A. Campanaro ) 6. Parnassius apollo (P. Mazzei)

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