Guida dello studente - dbt.univr.it · Chimica e biochimica analitica - Laboratorio di biochimica...

Guida dello studente Facoltà di Scienze matematiche fisiche e naturali

Anno Accademico 2006/2007

Guida generata il 21/11/2006

Corso di Laurea in Biotecnologie Agro-Industriali

Elenco docenti

Nome E-mail Telefono

Michael Assfalg

Roberto Bassi [email protected] 045 802 7916

Marco Bettinelli [email protected] 045 802 7902

Giovanni Bisazza [email protected] +39 045 8028817

Franco Cecchi [email protected] 045 802 7964-5

Massimo Crimi [email protected] 045 802 7924

Valerio Dallacasa [email protected] 045 802 7936

Franco Dellaglio [email protected] 045 802 7917

Massimo Delledonne [email protected] 045-802 7962; lab: 7063

Paola Dominici [email protected] 045 802 7966

Antonella Furini [email protected] 045 802 7950

Corrado Marastoni [email protected]

Henriette Molinari [email protected] 045 802 7906

Hugo Luis Monaco [email protected] 045 8027 903 - 7082 (lab)

Tiziana Pandolfini [email protected] 045 802 7914

Francesco Pecci [email protected] 0458028718

Massimiliano Perduca [email protected] +39 045 802 7959

Mario Pezzotti [email protected] 045 802 7951

Domenico Raimondo [email protected]

Corrado Rizzi [email protected] 045 802 7947

Roberto Segala [email protected] 045 802 7997

Paola Siri [email protected] 045 802 7998

Angelo Spena [email protected] 045 802 7919

Sandra Torriani [email protected] 045 802 7921

Giovanni Vallini [email protected] 045 802 7098

Giacomo Zapparoli [email protected] 045 802 7930

Elenco periodi

Nome periodo dal al

esami

Sessione Straordinaria 01/02/2007 28/02/2007

Sessione Estiva 15/06/2007 20/07/2007

Sessione Autunnale 03/09/2007 28/09/2007

lauree

Nome periodo dal al

Sessione autunnale a.a. 2005-2006 27/10/2006 27/10/2006

Sessione autunnale straordinaria a.a. 2005-2006 11/12/2006 11/12/2006

Sessione primaverile a.a. 2005-2006 21/03/2007 21/03/2007

Sessione estiva a.a. 2006-2007 18/07/2007 18/07/2007

Sessione autunnale a.a. 2006-2007 24/10/2007 24/10/2007

Sessione autunnale straordinaria a.a. 2006-2007 19/12/2007 19/12/2007

lezione

Primo semestre 02/10/2006 24/01/2007

Secondo semestre 01/03/2007 08/06/2007

vacanze

Festa di Tutti i santi 01/11/2006 01/11/2006

Festa dell'Immacolata concezione 08/12/2006 08/12/2006

vacanze natalizie 21/12/2006 07/01/2007

vacanze pasquali 05/04/2007 10/04/2007

Festa della Liberazione 25/04/2007 25/04/2007

Festa del Lavoro 01/05/2007 01/05/2007

Festa del Santo Patrono 21/05/2007 21/05/2007

Festa della Repubblica 02/06/2007 02/06/2007

Elenco degli insegnamenti attivati

Insegnamenti del 1° Sem

Banche dati biomolecolari

Biochimica - Laboratorio

Biochimica - Teoria

Chimica fisica

Chimica generale ed inorganica - Esercitazione

Chimica generale ed inorganica - Teoria

Chimica generale ed inorganica - Laboratorio [1° turno]


Diritto

Economia

Genetica

Informatica - Laboratorio

Informatica - Teoria

Matematica - Laboratorio

Matematica - Teoria

Microbiologia applicata - Microbiologia alimentare laboratorio

Microbiologia applicata - Microbiologia alimentare teoria

Microbiologia applicata - Microbiologia ambientale laboratorio

Microbiologia applicata - Microbiologia ambientale teoria

Microbiologia generale - Teoria

Microbiologia generale - Laboratorio [1° Turno]


Tecnologie alimentari - Laboratorio

Tecnologie alimentari - Teoria

Tecnologie biomolecolari - Mod. 1 laboratorio

Tecnologie biomolecolari - Mod. 1 teoria



Insegnamenti del 2° Sem

Bioetica

Biologia - Biologia cellulare (laboratorio)

Biologia - Biologia cellulare (teoria)


Biologia - Biologia vegetale (laboratorio)

Biologia - Biologia vegetale (teoria)

Biologia molecolare dei microrganismi

Biologia molecolare generale

Chimica e biochimica analitica - Biochimica analitica - teoria

Chimica e biochimica analitica - Chimica analitica - teoria

Chimica e biochimica analitica - Laboratorio di biochimica analitica

Chimica e biochimica analitica - Laboratorio di chimica analitica

Chimica organica - Chimica organica (teoria)

Chimica organica - Chimica organica (laboratorio) [1° turno]


Fisica - Laboratorio

Fisica - Teoria

Fisiologia e biochimica vegetali - Biochimica vegetale

Fisiologia e biochimica vegetali - fisiologia vegetale

Fisiologia e biochimica vegetali - fisiologia vegetale (laboratorio)

Immunologia

Impianti biochimici - laboratorio

Impianti biochimici - teoria

Statistica applicata - Laboratorio

Statistica applicata - Teoria

Tecniche di colture cellulari - Cellule animali

Tecniche di colture cellulari - Cellule vegetali

Tecniche di colture cellulari - Laboratorio di cellule vegetali

Insegnamento che mancano di periodo didattico

Lingua inglese

Programma degli insegnamenti

Banche dati biomolecolari

Docente: Domenico Raimondo

Crediti: 3.00

Periodo: 1° Sem

Anno di corso: 3°

Obiettivi formativi: Il corso di Banche dati biomolecolari si propone di fornire allo studente le basi teoriche e una panoramica delle possibili applicazioni dei principali strumenti bioinformatici di uso corrente in proteomica, genomica, biochimica, biologia molecolare e strutturale. Il corso si propone di mettere in grado lo studente di utilizzare con dimestichezza in laboratorio gli strumenti illustrati in aula.

Programma: Introduzione allo sviluppo delle banche dati di interesse biologico e al loro utilizzo; Programmi di genomica funzionale, proteomica e genomica strutturale. Organizzazione delle banche dati: integrazione delle banche dati, banche dati primarie e secondarie, formati delle diverse banche dati. Le banche dati biomolecolari. - Banche dati bibliografiche: PubMed. - Banche dati di sequenze di acidi nucleici: EMBL, GenBank e DDJB. - Banche dati di sequenze di proteine: PIR, SWISSPROT, TrEMBL. - Banche dati di strutture: PDB, NDB. Classificazioni delle strutture proteiche: SCOP, CATH, DALI, CE. - Banche dati del trascrittoma e di profili di espressione. - Banche dati di pathway metabolici: KEGG - Banche dati derivate e specializzate. Utilizzo delle banche dati. - Analisi del materiale recuperato dalla banca dati. - Qualità dei dati e la loro rappresentazione. - Ricerche per parole chiave combinate con operatori logici. - Sistemi di accesso alle banche dati: ENTREZ, SRS, PIR, ExPASy,Ensembl. - Ricerche in banche dati per similarità: FASTA, BLAST, PSI-BLAST .

Modalità di esame: Prova pratica con relazione scritta.

Biochimica - Teoria

Docente: Paola Dominici

Crediti: 7.00

Periodo: 1° Sem

Anno di corso: 2°

Obiettivi formativi: Struttura e chimica delle molecole biologiche. Cinetica delle reazioni catalizzate da enzimi, meccanismi della regolazione enzimatica e, di conseguenza, di quella dei processi metabolici. Rapporti termodinamici fondamentali necessari alla comprensione del metabolismo cellulare. Caratteristiche chimiche dell'ATP e di altre molecole biologiche che rendono tali sostanze efficaci trasportatori di energia. Natura unidirezionale delle vie metaboliche e ruolo stechiometrico svolto dall'ATP nel consentire processi vitali termodinamicamente sfavorevoli. Vie metaboliche che regolano la sintesi e la degradazione delle molecole. Logica chimica del metabolismo intermedio. Somiglianze di base nel metabolismo che accomunano tutti gli organismi viventi e principi del metabolismo sui quali tali somiglianze si fondano. Ruolo della trasmissione dell’informazione negli organismi, con accento particolare sui recenti dati riguardanti la complessa coreografia enzimatica della duplicazione del DNA.

Programma: 1. Le proprieta' che caratterizzano i sistemi viventi Molecole biologiche: Gerarchia tra le molecole biologiche: le molecole semplici come unita' di strutture complesse 2. Acqua, pH ed equilibri ionici 3. Aminoacidi Proprieta' acido-base degli aminoacidi. Attivita' ottica e stereochimica degli aminoacidi. 4. Le proteine: funzioni biologiche e struttura primaria Legame peptidico. Architettura delle molecole proteiche La struttura tridimensionale delle proteine: La struttura secondaria:descrizione di eliche e foglietti ripiegati. I grafici di Ramachandran Proteine globulari: struttura terziaria e diversita' funzionale Modelli di ripiegamento. Fattori che determinano la struttura secondaria e terziaria Informazione e termodinamica del riegamento Cenni di cinetica del ripiegamento : ruolo delle chaperonine. Movimenti all'interno delle proteine globulari. Struttura quaternaria delle proteine 5. Trasporto e deposito dell'ossigeno: il ruolo di emoglobina e mioglobina Emoglobina: legame cooperativo e allosteria. Modelli per la transizione allosteria nell'emoglobina: il modello simmetrico e il modello sequenziale.Effettori eterotropici. Evoluzione delle proteine. 6. Lipidi e membrane: Acidi grassi. Triacilgliceroli. Membrane:Modello a mosaico fluido. Trasporto di membrana 7. La bioenergetica: Concetti termodinamici basilari.Energia, calore, lavoro. Entropia ed energia libera. L'andamento di una reazione, la variazione di energia libera standard. Effetto del pH e della cancentrazione sulle energie libere standard. Termodinamica dei processi irreversibili: la vita sulla via del non equilibrio. L'importanza dei processi accoppiati nei sistemi viventi. 8. ATP e composti ad alta energia: potenziale di trasferimento di gruppo. La carica energetica. 9. Gli enzimi: Potere catalitico, specificita' e regolazione. Cinetica enzimatica: Energia libera di attivazione e azione dei catalizzatori. L'equazione di Michaelis-Menten. Assunzione dello stato stazionario. I parametri cinetici. Numero di turnover. Metodi grafici lineari: vantaggio.Fattori che regolano la velocita' enzimatica. Inibizione enzimatica: irreversibile e reversibile. Competitiva e non competitiva. Cinetica delle reazioni che coinvolgono due substrati: Reazioni a spostamento singolo casuali, ordinate, a spostamento doppio. Meccanismi di controllo dell'attivita' enzimatica. 10. Gli acidi nucleici : DNA ed RNA. Proprieta’ dei nucleotidi. Stabilita’ e formazione del legame fosfodiestere. Replicazione del DNA. Enzimologia della replicazione :struttura/funzione delle DNA polimerasi. Fedelta’ di replicazione del DNA.

GENERAZIONE E CONSERVAZIONE DELL’ENERGIA METABOLICA 11.Il metabolismo. Le vie metaboliche centrali e il metabolismo energetico. Esistenza di vie degradative e biosintetiche indipendenti. Le ossidazioni come fonte di energia metabolica. Principali meccanismi di controllo del metabolismo. 12. La glicolisi :Aspetti generali. L'importanza delle reazioni accoppiate nella glicolisi. reazioni della glicolisi. I destini metabolici del NADH e del piruvato 13. Il ciclo degli acidi tricarbossilici: La fase di collegamento: la decarbossilazione ossidativa del piruvato.Le reazioni del ciclo.Il ciclo dei TCa come fonte di intermedi per le vie biosintetiche. Le reazioni anaplerotiche. 14. Trasporto degli elettroni e fosforilazione ossidativa: Potenziali di riduzione. I complessi della catena di trasporto degli elettroni. L'approccio termodinamico all'ipotesi dell'accoppiamento chemioosmotico. ATP sintasi. I sistemi navetta per il trasporto di NADH citosolico nei mitocondri. 15. Gluconeogenesi, metabolismo del glicogeno e via dei pentosi fosfati. 16.La beta- ossidazione degli acidi grassi a numero di atomi di C pari, dispari; di acidi grassi mono- e poliinsaturi. 17. La biosintesi dei lipidi : Confronto tra vie di biosintesi e di degradazione. Le reazioni della biosintesi dei lipidi. 18. Metabolismo degli aminoacidi e ciclo dell'urea : Aminoacidi : destino dello scheletro carbonioso e del gruppo aminico. Reazioni di transaminazione, deaminazione ossidativa e deaminazione non ossidativa. Ciclo dell'urea.

Modalità di esame: Orale

Biochimica - Laboratorio

Docente: Paola Dominici

Crediti: 2.00

Periodo: 1° Sem

Anno di corso: 2°

Obiettivi formativi: Le esercitazioni di laboratorio di Biochimica sono parte integrante del bagaglio culturale che lo studente acquisisce con le lezioni teoriche. In particolare, ci si propone di fornire gli strumenti di base per la risoluzione di problemi concreti in un laboratorio di biochimica, con particolare riguardo all’analisi di proteine, enzimi e coenzimi.

Programma: Determinazione del coefficiente di estinzione del NAD(P)H Determinazione della concentrazione di proteine mediante reazioni colorimetriche Determinazione dei parametri cinetici della fosfatasi acida Saggio enzimatico accoppiato Elettroforesi di proteine

Modalità di esame: Lo studente dovrà fare una relazione per ogni esercitazione di laboratorio, da presentare all’esame. L’esame sarà orale, e comprenderà, oltre alla trattazione di alcuni argomenti teorici, una domanda sui laboratori.

Bioetica

Docente:

Crediti: 3.00

Periodo: 2° Sem

Anno di corso: 3°

Obiettivi formativi: Informazione provvisioria da confermare da parte del docente. Il Corso si propone di introdurre lo studente nella ricerca bioetica e di sviluppare abilità euristiche e logiche nell’individuazione di problemi di etica applicata alle biotecnologie biomediche e alimentari. Il corso si articola in due parti: a) far conoscere e acquisire alcune categorie della discussione bioetica e alcune delle principali impostazioni bioetiche (personalismo, contrattualismo, utilitarismo) b) esaminare alcuni problemi etici riguardanti le attuali frontiere delle biotecnologie applicate alla medicina diagnostico – terapeutica, ma in modo particolare gli organismi geneticamente modificati e la salute dell’uomo, discutendone alcune delle soluzioni proposte


Docente:

Crediti: 3.00

Periodo: 2° Sem

Anno di corso: 1°

Obiettivi formativi: Informazione provvisioria da confermare da parte del docente. Il modulo si propone di far acquisire allo studente conoscenze di base riguardanti la riproduzione in generale ed i principali cicli vitali, la riproduzione delle Angiosperme e l'anatomia delle piante superiori. Il modulo si propone inoltre di far acquisire allo studente la capacità di riconoscere preparati anatomici vegetali.

Biologia - Biologia cellulare (laboratorio)

Docente:

Crediti: 1.00

Periodo: 2° Sem

Anno di corso: 1°


Biologia - Biologia vegetale (laboratorio)

Docente:

Crediti: 1.00

Periodo: 2° Sem

Anno di corso: 1°


Biologia - Biologia vegetale (teoria)

Docente:

Crediti: 1.00

Periodo: 2° Sem

Anno di corso: 1°



Docente:

Crediti: 1.00

Periodo: 2° Sem

Anno di corso: 1°


Biologia molecolare dei microrganismi

Docente: Giovanni Vallini

Crediti: 3.00

Periodo: 2° Sem

Anno di corso: 2°

Obiettivi formativi: Obbiettivi del Corso - Fornire agli studenti, già in possesso di un solido bagaglio conoscitivo di base acquisito nell’ambito della frequentazione dei corsi propedeutici di area microbiologica, un quadro circostanziato dei principi della genetica e della biologia molecolare microbica. Ciò al fine di guadagnare confidenza con le principali strategie per lo sviluppo di sistemi batterici e fungini con esaltate capacità biosintetiche e/o degradative per applicazioni sia in ambito industriale che ambientale.

Programma: 1. Evoluzione microbica e sistematica - 1.1) Evoluzione delle prime forme di vita. 1.2) Organismi primitivi: codifica molecolare dell'informazione e generazione di energia. 1.3) Cenni sull'origine degli eucarioti e degli organelli. 1.4) Cronometri evolutivi: RNA ribosomale ed evoluzione cellulare. 1.5) Filogenesi microbica come rivelata dal sequenziamento dell'RNA ribosomale: a) l'albero universale della vita; b) eubatteri, archebatteri, e eucarioti; c) caratteristiche dei tre domini evolutivi. 1.6) Tassonomia convenzionale e molecolare. 2. Macromolecole e genetica molecolare microbica - 2.1) Richiami alla struttura degli acidi nucleici (DNA e RNA). 2.2) Il flusso dell'informazione nei microorganismi procrarioti e eucarioti. 2.3) Gli elementi genetici. 2.4) Restrizione e modificazione del DNA. 2.5) Replicazione del DNA. 2.6) Trascrizione del DNA. 2.7) Modificazioni post-trascrizionali dell’mRNA. 2.8) Traduzione dell’informazione genetica. 2.12) Il codice genetico. 3. Regolazione dell’espressione genica nei microorganismi - 3.1) Sistemi di controllo dell’attività enzimatica. 3.2) Sistemi di controllo della sintesi enzimatica. 3.3) Trasduzione di segnali e sistemi di regolazione a due componenti. 3.4) RNA antisenso. 4. I virus: nozioni fondamentali - 4.1) Propietà generali dei virus. 4.2) Struttura delle particelle virali. 4.3) Coltivazione dei virus. 4.4) Metodi di saggio e conta dei virus. 4.5) Caratteristiche generali della riproduzione virale. 4.6) Virus batterici o batteriofagi: a) fagi a RNA; b) fagi a singolo filamento di DNA; c) fagi a doppio filamento di DNA; d) batteriofagi temperati e lisogenia (fago � o lambda); e) fagi trasponibili (batteriofago mu). 4.7) Inquadramento generale dei virus delle piante e degli animali. 5. Genetica microbica - 5.1) Mutazioni e mutanti. 5.2) Ricombinazione genetica: eventi molecolari nella ricombinazione di DNA omologo. 5.3) Trasformazione. 5.4) Trasduzione. 5.5) I plasmidi. 5.6) Coniugazione. 5.7) Trasposoni e sequenze di inserzione. 5.8) Mappe genetiche dei batteri. 5.9) Cenni di genetica dei microrganismi eucarioti.. 6. Ingegneria genetica e biotecnologia dei microorganismi - 6.1) Ricombinazione genica in vitro (recombinant DNA technology) e clonazione molecolare (molecular cloning). 6.2) DNA sintetico. 6.3) Amplificazione del DNA: PCR (polymerase chain reaction) e DNA fingerprinting. 6.4) Clonazione ed espressione di geni da mammiferi nei batteri. 6.5) Applicazioni pratiche dell’ingegneria genetica dei microorganismi.

Modalità di esame: prova scritta con quesiti a risposta multipla ed esercizi di computo e simulazione.

Biologia molecolare generale

Docente: Tiziana Pandolfini

Crediti: 3.00

Periodo: 2° Sem

Anno di corso: 2°

Obiettivi formativi: conoscenza di base dei meccanismi molecolari inerenti la trasmissione, la variazione e l’espressione dell’informazione genetica.

Programma: L’informazione genetica e le molecole informazionali Introduzione generale e cenni storici. La struttura del DNA e dell’RNA. Dai geni alle proteine; RNA messaggero e RNA transfer. Il codice genetico. Ribozimi e riboswitch. DNA e struttura dei geni La definizione di gene. Regioni codificanti e regolative. I geni interrotti; gli introni. Metilazione del DNA. Cromatina e cromosomi I nucleosomi; istoni e loro modificazioni. Livelli superiori di organizzazione della cromatina. Eterocromatina ed eucromatina. I cromosomi eucariotici, i telomeri e i centromeri. Organizzazione ed evoluzione dei genomi . Contenuto di DNA e numero di geni. DNA ripetitivo. Famiglie geniche e duplicazione. Mutazioni, riarrangiamenti del DNA ed evoluzione dei genomi. I genomi degli organelli. Gli RNA e la trascrizione. I diversi tipi di RNA: sintesi e maturazione. RNA polimerasi batterica. I fattori sigma. Le RNA polimerasi eucariotiche. mRNA eucariotici: capping, poliadenilazione , trasporto nel citoplasma. Il processo di trascrizione nei batteri e negli eucarioti. Espressione genica Promotori batterici ed eucariotici. Elementi di regolazione, enhancer, silencer, insulator, LCR. Attivatori, repressori, coattivatori. Espressione genica e modificazioni della cromatina. Introni e RNA splicing Caratteristiche degli introni spliceosomali. Lo spliceosoma e il meccanismo di splicing. Splicing alternativo e trans-splicing. Altri tipi di introni: introni del gruppo I e II e gli introni dei tRNA. Movimento degli introni. Traduzione I ribosomi. Struttura e funzione del tRNA. Sintesi degli aminoacil-tRNA. Inizio della traduzione nei batteri e negli eucarioti. Sintesi della catena polipeptidica e terminazione della traduzione. Replicazione del DNA Le DNA polimerasi. Attività di proof reading delle DNA polimerasi. Il meccanismo di replicazione nei batteri e negli eucarioti. Mutazione e riparazione del DNA Mutazioni spontanee e mutazioni causate da agenti mutageni fisici e chimici. Sistemi di riparazione pre-replicativi e post-replicativi. Elementi trasponibili Trasposoni, retrovirus e retrotrasposoni. Meccansimi di trasposizione e controllo della trasposizione. Ricombinazione nelle cellule del sistema immunitario. Cenni sulla ricombinazione omologa e sul crossing-overineguale.

Modalità di esame: orale

Testi di riferimento: • Il Gene VIII di Benjamin Lewin , edito da Zanichelli

• Genomi di Brown , edito da EdiSES

• The Cell di Alberts et al. , edito da Garland Science

• Biologia molecolare del gene di Watson JD et al. , edito da Zanichelli

Chimica e biochimica analitica - Biochimica analitica - teoria

Docente: Massimiliano Perduca

Crediti: 2.00

Periodo: 2° Sem

Anno di corso: 2°

Obiettivi formativi: Il corso si propone di fornire agli studenti la conoscenza dei fondamenti delle metodologie biochimiche per l'analisi di proteine di più largo utilizzo, unitamente ai principi di funzionamento degli strumenti utilizzati.

Programma: Purificazione delle proteine: metodi di rottura delle cellule. Metodi di solubilizzazione delle proteine. Metodi colorimetrici e spettroscopici applicati alla determinazione della concentrazione proteica. Metodi spettroscopici e spettrofluorimetria applicati allo studio delle strutture terziaria e quaternaria di proteine e agli stati di associazione tra macromolecole. Metodi cromatografici applicati alla purificazione di proteine. Cromatografia a scambio ionico. Cromatografia ad esclusione molecolare. Cromatografia di affinità: immunoaffinità, metal chelate, dye-affinity, covalente. Metodi elettroforetici applicati al controllo della purezza dei preparati proteici e di acidi nucleici. Gel di agarosio. Gel di poliacrilamide. SDS gel elettroforesi. Gel in gradiente di porosità. Isoelettrofocalizzazione. Gel elettroforesi bidimensionale. Colorazioni. Western blotting. Gel elettroforesi di DNA. Elettroforesi capillare di peptidi, proteine e DNA.

Modalità di esame: Esame orale

Testi di riferimento: • Metodologia biochimica. Le bioscienze e le biotecnologie in laboratorio. di J. Walker, K. Wilson , edito da Raffaello Cortina Editore (2001) n° ediz. 5 - cod. isbn: 8870786870

Chimica e biochimica analitica - Laboratorio di biochimica analitica


Crediti: 1.00

Periodo: 2° Sem

Anno di corso: 2°

Obiettivi formativi: Il laboratorio si propone di fare acquisire una manualità di base connessa all’utilizzo di strumentazione di laboratorio per la determinazione di alcune proprietà delle macromolecole proteiche.

Programma: Determinazione della concentrazione proteica. Gel filtrazione. Elettroforesi bidimensionale.

Modalità di esame: Consegna di una relazione dettagliata sull'attività svolta durante i laboratori didattici, propedeutica allo svolgimento dell'esame orale di Biochimica Analitica.

Testi di riferimento: • Metodologia biochimica. Le bioscienze e le biotecnologie in laboratorio. di J. Walker, K. Wilson , edito da Raffaello Cortina Editore (2001) n° ediz. 5 - cod. isbn: 8870786870

Chimica e biochimica analitica - Chimica analitica - teoria


Crediti: 3.00

Periodo: 2° Sem

Anno di corso: 2°

Obiettivi formativi: Il Modulo di Chimica Analitica si propone di fornire agli studenti la conoscenza di base delle metodologie analitiche strumentali di più largo utilizzo unitamente ai principi di funzionamento di tali strumenti. Inoltre, vuole fare acquisire una manualità di base connessa all'utilizzo di strumentazione di laboratorio per alcune determinazioni analitiche di interesse alimentare, ambientale ed industriale.

Programma: Introduzione Tecniche analitiche. Segnale e rumore. Analisi statistica e trattamento dei dati. Metodi di analisi spettrofotometrici Tecniche spettroscopiche. Analisi spettrofotometrica di assorbimento. Titolazioni spettrofotometriche. Spettrofotometria UV-visibile. Spettroscopia IR. Spettrometro FTIR. Fluorescenza e fosforescenza. Spettrofluorimetri. Spettrometria di massa Lo strumento, le tecniche di desorbimento, analizzatori e detector. Tecniche MS MS. Alcuni esempi di spettri di massa di piccole e grandi molecole. Metodi di analisi cromatografia Principi della cromatografia. Equilibri di estrazione con solvente. Parametri cromatografici ed efficienza della colonna. Analisi qualitative e quantitative. TLC. Gascromatografia e relativa strumentazione. Principi e apparecchiature della cromatografia su colonna. Cromatografia d’adsorbimento. Cromatografia di ripartizione in fase normale ed inversa. Cromatografia liquida ad alte prestazioni.

Modalità di esame: Esame orale

Testi di riferimento: • CHIMICA ANALITICA STRUMENTALE di RUBINSON Kenneth A , RUBINSON Judith F , edito da Zanichelli (2002) n° ediz. 1 - cod. isbn: 8808-08959

Chimica e biochimica analitica - Laboratorio di chimica analitica


Crediti: 1.00

Periodo: 2° Sem

Anno di corso: 2°

Obiettivi formativi: Il Modulo di Chimica Analitica si propone di fornire agli studenti la conoscenza di base delle metodologie analitiche strumentali di più largo utilizzo unitamente ai principi di funzionamento di tali strumenti. Inoltre, vuole fare acquisire una manualità di base connessa all'utilizzo di strumentazione di laboratorio per alcune determinazioni analitiche di interesse alimentare, ambientale ed industriale.

Programma: Il laboratorio didattico di Chimica Analitica si compone di tre giornate durante le quali verranno espletati tre tipi di esperimenti: 1) Determinazione dei nitrati nelle acque tramite tecniche spettrofotometriche. 2) Determinazione del punto isosbestico di un indicatore acido-base per spettrofotometria visibile. 3) Estrazione e determinazione di pigmenti fotosintetici in foglie di spinacio tramite tecniche cromatografiche. Con l'ausilio dei mezzi informatici presenti nel Laboratorio di Chimica Analitica, si procederà al trattamento e all'elaborazione dei dati raccolti durante gli esperimenti, utili per la preparazione della relazione finale.

Modalità di esame: Consegna di una relazione dettagliata sull'attività svolta durante i laboratori didattici, propedeutica allo svolgimento dell'esame orale di Chimica Analitica.

Testi di riferimento: • CHIMICA ANALITICA STRUMENTALE di RUBINSON Kenneth A , RUBINSON Judith F , edito da Zanichelli (2002) n° ediz. 1 - cod. isbn: 8808-08959

Chimica fisica

Docente: Hugo Luis Monaco

Crediti: 3.00

Periodo: 1° Sem

Anno di corso: 2°

Obiettivi formativi: Il corso di Chimica Fisica I per la Laurea triennale si propone lo sviluppo delle capacità necessarie per una descrizione quantitativa delle proprietà macroscopiche dei sistemi chimici, soprattutto di quelli d’interesse per il biologo. L’uso di un libro di testo in lingua inglese costituisce un’altro aspetto formativo di fondamentale importanza.

Programma: Termodinamica: Introduzione. Descrizione dei sistemi macroscopici. Variabili di stato. Equilibrio. Definizione dello stato di un sistema. Processo. Calore e lavoro. Lavoro di espansione. Altri tipi di lavoro. Descrizione matematica di un sistema con una o più variabili indipendenti. Primo principio della Termodinamica. Esempi di calcoli usando il primo principio. Interpretazione molecolare delle variazioni di energia. Entalpia e capacità termica. Misura e calcolo delle variazioni di entalpia. Termochimica. Interpretazione molecolare delle variazioni di entalpia. Processi cooperativi. Proprietà termodinamiche dell’acqua. Significato biologico. Secondo principio della Termodinamica. Processi spontanei. Entropia. Calcolo delle variazioni di entropia per alcuni processi importanti. Interpretazione molecolare dell’entropia. Terzo principio della Termodinamica. Entropia residua. Esempi di calcolo. Energia libera di Gibbs e di Helmholtz. Criteri di spontaneità usando queste due funzioni termodinamiche. Significato fisico dell’energia libera di Gibbs e di Helmholtz. Potenziale chimico. Significato fisico. Equilibrio chimico. Costante di equilibrio. Metodi che si usano per calcolare e misurare le variazioni di energia libera di Gibbs delle reazioni chimiche. Variazione dell’energia libera con la temperatura. Equazione di Van’t Hoff. Esempi biochimici. Denaturazione delle proteine. Effetto idrofobico. Equilibri di fase. Regola delle fasi. Equazione di Clausius Clapeyron. Transizioni di fase in sistemi biologici. Altri esempi di applicazioni biologiche della Termodinamica.

Modalità di esame: Scritto e orale

Chimica generale ed inorganica - Teoria

Docente: Marco Bettinelli

Crediti: 7.00

Periodo: 1° Sem

Anno di corso: 1°

Obiettivi formativi: Il corso si pone come obiettivi l'acquisizione dei concetti fondamentali della Chimica Generale e di alcune delle nozioni fondamentali di Chimica Inorganica e di Chimica Fisica. Saranno trattati i seguenti argomenti: Fenomeni chimici e fisici. Le leggi fondamentali della Chimica. Struttura atomica della materia. Proprietà periodiche. Reazioni chimiche. Stechiometria. Gas, solidi, liquidi. Il legame chimico. Termochimica e termodinamica. Diagrammi di stato e proprietà delle soluzioni. Cinetica chimica. Equilibrio chimico. Equilibri in soluzioni acquose. Elettrochimica.

Programma: - Introduzione, proprietà, misure e unità di misura - Elementi, atomi e composti - Nomenclatura dei composti inorganici - Tipi di reazioni: precipitazione, acido-base, ossidoriduzione - Principi generali della stechiometria - Leggi dei gas - Termochimica: energia interna, entalpia, entalpie di reazione - Struttura dell’atomo; modello di Bohr, meccanica quantistica - Proprietà periodiche: raggi atomici e ionici, energia di ionizzazione, affinità elettronica, elettronegatività - Legame covalente - Polarità dei legami - Forma delle molecole: teoria VSEPR - Ibridazione - Forze di Van der Waals - Generalità e proprietà dei liquidi - Generalità e proprietà dei solidi - Soluzioni; modi di esprimere le concentrazioni - Proprietà colligative - Cinetica chimica; meccanismi di reazione - Equilibrio chimico - Equilibri acido-base; soluzioni di acidi, basi, sali; soluzioni tampone - Equilibri di solubilità e di complessazione - Spontaneità delle reazioni chimiche; energia libera - Pile e celle elettrochimiche - Elettrolisi - Chimica nucleare e radiochimica

Modalità di esame: L'esame consiste in una prova scritta, comprendente esercizi di stechiometria e domande sull'intero programma del Corso, e una prova orale.

Chimica generale ed inorganica - Esercitazione


Crediti: 1.00

Periodo: 1° Sem

Anno di corso: 1°

Obiettivi formativi: Le esercitazioni numeriche completano e integrano il bagaglio culturale dello studente formatosi nella parte teorica del Corso. In particolare, gli obiettivi formativi si propongono di preparare lo studente alla risoluzione di problemi reali di interesse chimico.

Programma: Esercizi di Stechiometria




Crediti: 1.00

Periodo: 1° Sem

Anno di corso: 1°

Obiettivi formativi: Le esercitazioni di laboratorio di Chimica Generale ed Inorganica completano e integrano il bagaglio culturale dello studente formatosi nella parte teorica del Corso. Vengono inoltre fornite allo studente le nozioni di base sulle comuni attrezzature di un laboratorio chimico e la manualità di lavoro in regime di sicurezza.

Programma: 5 esperienze di Chimica Generale




Crediti: 1.00

Periodo: 1° Sem

Anno di corso: 1°

Obiettivi formativi: Le esercitazioni di laboratorio di Chimica Generale ed Inorganica completano e integrano il bagaglio culturale dello studente formatosi nella parte teorica del Corso. Vengono inoltre fornite allo studente le nozioni di base sulle comuni attrezzature di un laboratorio chimico e la manualità di lavoro in regime di sicurezza.

Programma: 5 esperienze di Chimica Generale


Chimica organica - Chimica organica (teoria)

Docente: Henriette Molinari

Crediti: 7.00

Periodo: 2° Sem

Anno di corso: 1°

Obiettivi formativi: Il corso si propone di fornire agli studenti la chiave di comprensione del comportamento delle molecole organiche che saranno fondamentali per la comprensione della biochimica e della chimica dei composti biologici. Il principale obbiettivo formativo è l’introduzione ad un metodo scientifico rigoroso, in cui i comportamenti delle molecole ed i meccanismi di reazione possono essere dedotti sulla base della conoscenza delle proprietà di base delle molecole organiche, via via introdotte. Il corso è appositamente disegnato per studenti di biotecnologie, e quindi si prefigge di affrontare tematiche utili alla comprensione della chimica dei sistemi biologici.

Programma: - La forma delle molecole - Risonanza e delocalizzazione degli elettroni - Idrocarburi: struttura e nomenclatura - Molecole organiche funzionalizzate - Proprietà delle molecole:proprietà fisiche e composizione elementare, Forze intramolecolari, Analisi Conformazionale, Dinamica conformazionale, Correlazione tra forze intermolecolari e proprietà fisiche - Stereochimica: Isomeria, Simmetria ed Equivalenza, Asimmetria, Dissimmetria ed Enantiomeria, Nomenclatura degli enantiomeri, Polarimetria, Miscele racemiche e purezza ottica, Risoluzione ottica, Proiezioni di Fisher, Invertomeri, Stereochimica come criterio meccanicistico. - Introduzione alla chimica-fisica organica: energia di legame, entropia, energia libera: criterio della spontaneità, relazione tra energia libera e costante di equilibrio, Velocità di reazione, Energia libera di reazione, Cammino di reazione, Catalisi, Reazioni a più stadi, Cinetica chimica: i parametri che descrivono la velocità di reazione, effetto della temperatura, la struttura dello stato di transizione e il postulato di Hammond - Acidità e basicità in chimica organica. Acidità secondo Lewis e Broensted. La forza relativa degli acidi e delle basi: effetto della struttura ( risonanza, effetti induttivi, solvente, distribuzioni di carica) sull’acidità; basicità e nucleofilicità :parametri termodinamici e cinetici - Reazioni radicaliche. Reazioni di ossido-riduzione - Alogenuri alchilici e reattività: meccanismo delle sostituzioni nucleofile uni e bi-molecolari. Reazioni di eliminazione E1, E2. Competizione sostituzione-eliminazione. Fattori che influenzano E1,E2,SN1,SN2. - Alcheni, Alchini: addizione elettrofila. Sistemi coniugati, sistemi allilici. - Composti aromatici: la regola di Huckel e l’aromaticità. Sostituzione elettrofila aromatica, diverse proprietà acido-base di composti aromatici e non aromatici - Alcoli, Fenoli, Eteri, tioli. Caratteristiche di acidità. Reazioni di ossidazione e riduzione - Ammine e composti azotati: Proprietà acido-base - Composti carbonilici e carbossilici (aldeidi, chetoni, acidi carbossilici e derivati): correlazione tra struttura e reattività. Centri nucleofili ed elettrofili, Addizione Nucleofila, Reazioni di addizione-eliminazione. Proprietà acido-base, Reattività dei derivati degli acidi carbossilici, Formazione di nuovi legami carbonio-carbonio: le condensazioni - Reazioni organiche e reazioni enzimatiche - Proteine: caratteristiche del legame amidico. Sintesi in fase solida - Carboidrati: Aldosi e Chetosi, Stereochimica, Mutarotazione, reattività di gruppi emiacetalici e ossidrilici, nomenclatura, reazioni degli zuccheri, zuccheri ossidanti e zuccheri riducenti, disaccaridi e polisaccaridi. - Amminoacidi peptidi e proteine: punto isoelettrico

Modalità di esame: Lo studente dovrà superare una prova scritta, volta a verificare la conoscenza e la comprensione dei principi base della chimica organica, oltre che la capacità di risolvere problemi che richiedano di aver elaborato le conoscenze acquisite durante il corso.


Docente: Henriette Molinari

Crediti: 2.00

Periodo: 2° Sem

Anno di corso: 1°

Obiettivi formativi: Laboratorio:Il programma del laboratorio di Chimica Organica ha lo scopo di familiarizzare lo studente con le operazioni di base necessarie per maneggiare e purificare composti organici. Lo studente procederà inoltre a svolgere semplici reazioni organiche, allo scopo di verificare i meccanismi di reazione, studiati nel corso teorico

Programma: Laboratorio di Chimica Organica (2 crediti) 1 esperienza: Cristallizzazione dell'acetanilide. caratterizzazione tramite determinazione del punto di fusione 2 esperienza: Separazione di una miscela a tre componenti con diverse proprietà acido-base. Purificazione tramite cristallizzazione. Identificazione tramite punto di fusione 3 esperienza: Estrazione di pigmenti colorati dalle foglie di spinaci, caratterizzazione tramite cromatografia su strato sottile 4 esperienza: Saggi di riconoscimento di carboidrati 5 esperienza: saponificazione dei grassi

Modalità di esame: Vedi quanto riportato per il corso teorico


Docente: Michael Assfalg

Crediti: 2.00

Periodo: 2° Sem

Anno di corso: 1°

Obiettivi formativi: Laboratorio:Il programma del laboratorio di Chimica Organica ha lo scopo di familiarizzare lo studente con le operazioni di base necessarie per maneggiare e purificare composti organici. Lo studente procederà inoltre a svolgere semplici reazioni organiche, allo scopo di verificare i meccanismi di reazione, studiati nel corso teorico

Programma: Laboratorio di Chimica Organica (2 crediti) 1 esperienza: Cristallizzazione dell'acetanilide. caratterizzazione tramite determinazione del punto di fusione 2 esperienza: Separazione di una miscela a tre componenti con diverse proprietà acido-base. Purificazione tramite cristallizzazione. Identificazione tramite punto di fusione 3 esperienza: Estrazione di pigmenti colorati dalle foglie di spinaci, caratterizzazione tramite cromatografia su strato sottile 4 esperienza: Saggi di riconoscimento di carboidrati 5 esperienza: saponificazione dei grassi

Modalità di esame: Vedi quanto riportato per il corso teorico

Diritto

Docente: Giovanni Bisazza

Crediti: 4.00

Periodo: 1° Sem

Anno di corso: 1°

Obiettivi formativi: Il corso si propone di fornire allo studente le conoscenze di base che regolano i rapporti interprivati, nonché di sensibilizzare il medesimo alle problematiche del diritto privato in generale.

Programma: L’ordinamento giuridico – L’applicazione delle norme giuridiche – Il diritto privato e le sue fonti – Le situazioni giuridiche – I fatti e gli atti giuridici – I soggetti (persone fisiche e persone giuridiche) – L’obbligazione – Il contratto in generale – Gli atti illeciti.

Modalità di esame: Verifica scritta

Economia

Docente: Francesco Pecci

Crediti: 6.00

Periodo: 1° Sem

Anno di corso: 3°

Obiettivi formativi: Informazione provvisioria da confermare da parte del docente. Il corso intende fornire agli allievi alcuni elementi di base per la comprensione dei principali fenomeni economici sia a livello micro, sia macro, sviluppando alcune delle tematiche più vicine agli obiettivi formativi del corso di laurea.

Fisica - Teoria

Docente: Valerio Dallacasa

Crediti: 7.00

Periodo: 2° Sem

Anno di corso: 1°

Obiettivi formativi: Il corso si prefigge di dare le conoscenze di base della della fisica, degli strumenti fisici e della indagine empirica. In particolare: le metodologie della meccanica dei corpi nella forma di Newton, con cenni agli atomi e alle molecole; le basi fisiche e le leggi della termodinamica e degli scambi energetici; i concetti e le leggi dell'elettromagnetismo e le sue applicazioni nella tecnologia.

Programma: Velocità, accelerazione, forza. Legge di Newton. Moti. Gravitazione universale. Fluidi e loro leggi. Calorimetria, temperatura, leggi dei gas.I principi della termodinamica. Cariche e forze elettriche. Potenziale, campo elettrico. Corrente elettrica. Circuiti elettrici. Campo magnetico. Forze magnetiche. Atomi e e molecole. Onde elettromagnetiche. Circuiti in corrente variabile. Le leggi dell'ottica. Rifrazione, riflessione, interferenza e diffrazione. Ottica geometrica.

Modalità di esame: L'esame consta di una prova scritta e di una orale sugli argomenti trattati.

Fisica - Laboratorio

Docente: Valerio Dallacasa

Crediti: 1.00

Periodo: 2° Sem

Anno di corso: 1°

Obiettivi formativi: Il laboratorio rappresenta parte integrante del corso. Si prefigge di dare la conoscenza degli strumenti fisici e della indagine empirica. In particolare per trattare: i moti, i fluidi, la trasmissione dell'energia, le leggi dell'elettricità, le forze magnetiche, gli atomi e le molecole, l' analisi e l'elaborazione dei dati.

Programma: I moti sui piani inclinati. La legge di Bernoulli. Propagazione del calore. I riscaldatori elettrici. Forze portanti di elettromagneti. Spettroscopia atomica. Metodi di previsioni ed elaborazione dati.

Modalità di esame: L'esame di laboratorio rientra nell'esame del corso. Per essere ammesso a questo lo studente deve avere completato i progetti del laboratorio

Fisiologia e biochimica vegetali - Biochimica vegetale

Docente: Roberto Bassi

Crediti: 4.00

Periodo: 2° Sem

Anno di corso: 2°

Obiettivi formativi: Il corso di biochimica vegetale si propone di dare una visione integrata di alcuni aspetti fondamentali del metabolismo primario delle piante e della integrazione e influenza reciproca delle diverse vie metaboliche. Il corso si propone di definire alcune vie metaboliche principali e di fornire le basi per le metodologie di analisi metaboliche con metodi biochimici, genetici e biofisici. Lo studio delle basi teoriche verrà integrato dall’illustrazione di applicazioni biotecnologiche dell’ingegnerizzazione delle vie metaboliche in questione con particolare riguardo ai metodi biochimici e biofisici per la selezione di mutanti.

Programma: Programma del corso Parte 1 : Luce come sorgente di energia e di informazione nelle piante : meccanismi di controllo del metabolismo primario e secondario. Parte 2 : Trasporto di elettroni e sintesi di ATP nei batteri, alghe verdi e piante superiori. Trasporto ciclico e lineare. Controllo del trasporto elettronico. Parte 3 : Fissazione del Carbonio : Ciclo di Calvin, Ciclo di Hatch et Slack, metabolismo CAM. Perspettive di modificazione del métabolismo nelle piante coltivate. Parte 4 : Biosintesi e mobilizzazione dell’amido nel cloroplasto e nei leucoplasti.Relazioni metaboliche tra cloroplasto e citoplasma. Trasporto degli zuccheri nella pianta. Parte 5 : metabolismo dell’idrogeno come sorgente di energia. Le idrogenasi nelle alghe verdi, nei cianobatteri e nei batteri termofili. Bioenergetica della produzione di idrogeno. Parte 6 : Métabolismo dell’azoto. Fissazione simbiotica e batterica dell’azoto atmosferico. Organicazione dell’azoto. Biosintesi degli aminoacidi essenziali. Parte 7 : Métabolismo dello zolfo. Biosintesi di métionina et cisteina. Il glutatione, le fitochelatine et la detossificazione delle sostanze xenobiotiche. Erbicidi ed inquinanti. Parte 8 : Biosintesi e degradazione dei lipidi. Ruolo nell’adattamento delle piante alla temperatura. Ciclo del gliossilato. Partie 9 : Biosintesi e degradazione degli aminoacidi.

Modalità di esame: l’esame ha tre componenti. a) Scritto. In 45 minuti verrà saggiata la capacità dello studente di descrivere le principali vie metaboliche con le formule dei metabolici principali, gli enzimi e d i co-fattori implicati. b) Presentazione di un articolo a scelta tra una lista fornita a fine corso. c) Orale. Lo studente discuterà gli argomenti del corso cercando di dimostrare spirito critico e consapevolezza della struttura della materia di studio.

Fisiologia e biochimica vegetali - fisiologia vegetale (laboratorio)

Docente: Massimo Crimi

Crediti: 1.00

Periodo: 2° Sem

Anno di corso: 2°

Obiettivi formativi: Questo corso permette agli studenti di acquisire le basi pratiche di ricerca biochimica su materiale vegetale e di organizzazione di un esperimento sulla fisiologia della pianta.

Programma: 1. Separazione cromatografia e caratterizzazione spettroscopica dei pigmenti fotosintetici. 2. Determinazione quantitativa dei pigmenti fotosintetici durante il processo di inverdimento. 3. SDS-PAGE, analisi in elettroforesi della composizione polipeptidica delle membrane fotosintetiche. 4. Western Blot analisi delle proteine che compongono le membrane fotosintetiche durante l’inverdimento.

Modalità di esame: Presentazione di una relazione scritta.

Fisiologia e biochimica vegetali - fisiologia vegetale

Docente: Massimo Crimi

Crediti: 4.00

Periodo: 2° Sem

Anno di corso: 2°

Obiettivi formativi: Questo corso fornisce le conoscenze necessarie a comprendere l'organizzazione ed il funzionamento di un organismo vegetale. Obiettivo formativo specifico del corso è permettere agli studenti del triennio di potere applicare le conoscenze di base di biologia e di biochimica su organismi complessi quali le piante superiori apprendendo anche le possibili applicazioni biotecnologiche. Il corso comprende anche un credito di laboratorio che permette agli studenti di acquisire le basi pratiche di ricerca biochimica su materiale vegetale e di organizzazione di un esperimento sulla fisiologia della pianta.

Programma: 1. L’acqua. Osmosi, flusso di massa. Il potenziale chimico dell’acqua. Assorbimento radicale. Lo xilema, struttura e funzione. Movimento dell’acqua nello xilema: "Cohesion tension theory". Cavitazione e meccanismi di protezione\recupero. Origine della tensione. La foglia: gli stomi e la traspirazione. 2. La parete cellulare: estensibilità, teoria della crescita acida. Le espansine. La polarità della crescita, il Ca2+. 3. La pianta ed il freddo. Congelamento e scongelamento, calore latente di fusione. Adattamento al freddo, meccanismi di protezione a livello di membrana ed a livello apoplastico. Le proteine antigelo. 4. Il floema: srtuttura funzione. Pressure-flow hypothesis. Il trasporto: composizione della linfa floematica, loading e unloading. 5. Fitocromo: la percezione della luce come informazione, la luce rossa-rosso lontano, crescita e sviluppo, fotoperiodismo. Le risposte alla fluenza: VLFR, LFR e HIR. La struttura del fitocromo, attività chinasica, localizzazione nella pianta e localizzazione cellulare. 6. Criptocromo: la luce blu ed UVA. Fototropismo e luce blu. Regolazione dell’apertura degli stomi. Caratterizzazione dei geni coinvolti nella percezione della luce blu: mutanti Hy4 e mutanti Cry. Fototropismo. 7. Le auxine: struttura, biosintesi, movimento dell’IAA, modello chemiosmotico del trasporto polare. Meccanismo d’azione dell’auxina. 8. Acido abscissico (Aba): sviluppo e dormienza del seme. Aba e chiusura degli stomi. Accenni agli altri ormoni delle piante.

Modalità di esame: Prova orale

Testi di riferimento: • Plant Physiology - Third edition di L. Taiz & E. Zeiger , edito da Sinauer Associates, Inc. (2002) n° ediz. 3 - cod. isbn: 0-87893

Genetica

Docente: Mario Pezzotti

Crediti: 6.00

Periodo: 1° Sem

Anno di corso: 2°

Obiettivi formativi: Fornire una solida base cognitiva bilanciata dei concetti basilari della genetica classica, molecolare e di popolazioni.

Programma: • La scienza della genetica: la genetica classica e molecolare, la genetica e la medicina, la genetica e l’agricoltura, la genetica e la società. • La riproduzione come fondamento dell’ereditarietà: Il ciclo cellulare, la mitosi, la meiosi, la formazione e l’unione dei gameti, i cicli vitali di alcuni organismi geneticamente importanti (Neurospora crassa, Saccharomyces cerevisiae, Zea mays, Drosophila melanogaster, Homo sapiens sapiens). • Mendelismo: i principi alla base dell’ereditarietà: Lo studio di Mendel dell’ereditarietà, applicazioni delle leggi di Mendel, formulazione e verifica di ipotesi genetiche, principi di mendelismo in genetica umana. • Estensioni del Mendelismo: Variazione allelica e funzione genica, azione genica, dal genotipo al fenotipo. • Le basi cromosomiche del Mendelismo: I cromosomi, la teoria cromosomica dell’ereditarietà, i geni legati al sesso negli esseri umani, i cromosomi sessuali e la determinazione del sesso, la compensazione del dosaggio dei geni. • Variazione nel numero e nella struttura dei cromosomi: Poliploidia, aneuploidia, riarrangiamenti cromosomici (inversioni e traslocazioni). • Associazione, crossing-over e mappe cromosomiche negli eucarioti: Associazione, ricombinazione e crossing-over, mappe cromosomiche, ricombinazione ed evoluzione. • Analisi avanzata di associazione: Individuazione dell’associazione in organismi modello, tecniche specializzate di mappatura, analisi di associazione nell’Uomo. • Il DNA e la struttura molecolare dei cromosomi:

Dimostrazione che l’informazione genetica è contenuta nel DNA, struttura DNA e RNA, struttura dei cromosomi nei procarioti e nei virus, il genoma degli eucarioti • Cromosomi e replicazione del DNA, trascrizione e maturazione dell’RNA • La traduzione ed il codice genetico • Mutazione, riparazione e ricombinazione • Definizione del concetto di gene:Funzione, struttura, definizione genetica di gene, relazione gene-proteina • Regolazione dell’espressione genicanei procarioti : operone del lattosio • La genetica dei mitocondri e dei cloroplasti: La genetica classica degli organelli, la genetica molecolare dei mitocondri e dei mitocondri, l’origine e l’evoluzione dei mitocondri e dei cloroplasti. • Genomi Un quadro generale • Ereditarietà dei caratteri complessi Caratteri quantitativi, statistica della genetica quantitativa, analisi dei caratteri quantitativi. • Genetica delle popolazioni ed evolutiva Equilibrio di Hardy-Weinberg, fattori che disturbano l’equilibrio. La nascita della teoria evolutiva e della genetica delle popolazioni, la teoria delle frequenze alleliche, la selezione naturale, la deriva genetica, popolazioni in equilibrio genetico, variazione genetica delle popolazioni naturali, speciazione, evoluzione dell’Uomo.

Modalità di esame: Verifica orale

Immunologia

Docente:

Crediti: 4.00

Periodo: 2° Sem

Anno di corso: 2°

Obiettivi formativi: Informazione provvisioria da confermare da parte del docente. Il corso vuole fornire una panoramica dei dettagli molecolari e cellulari alla base della risposta immunitaria e contemporaneamente della complessita’ della regolazione della risposta stessa a livello di sistema. Lo scopo principale e’ permettere allo studente di intuire le problematiche relative alle interazioni tra l’ambiente - soprattutto a seguito delle sue manipolazioni biotecnologiche - e il sistema immunitario con particolare riferimento al rischio associato all’insorgenza delle allergie.

Impianti biochimici - laboratorio

Docente: Franco Cecchi

Crediti: 2.00

Periodo: 2° Sem

Anno di corso: 3°

Obiettivi formativi: Il laboratorio di Impianti Biochimici è parte integrante del corso di teoria e mira a dare effettiva concretezza fisica a quanto studiato nel corso di Impianti Biochimici

Programma: Vengono svolte prove di laboratorio relativamente al trasferimento di materia (ossigeno in un bioreattore) ed ai bilanci di materia nei sistemi di filtrazione. Inoltre vengono svolte esercitazioni numeriche

Modalità di esame: Vengono svolte tesine sulle esercitazioni svolte. La valutazione delle stesse è parte integrante del voto finale del corso di Impianti Biochimici

Impianti biochimici - teoria

Docente: Franco Cecchi

Crediti: 4.00

Periodo: 2° Sem

Anno di corso: 3°

Obiettivi formativi: Obiettivo del corso è fornire agli studenti gli strumenti necessari alla comprensione dei fenomeni di trasferimento di materia, quantità di moto e calore e dell'impostazione dei bilanci di materia ed energia, fondamentali per la comprensione di quanto sviluppato poi nei corsi di Bioreattori e Processi Biotecnologici Industriali.

Programma: 1. Introduzione Illustrazione delle unità di processo in alcuni impianti biotecnologici per la produzione di metaboliti primari, secondari e biomassa; oggetto di studio degli impianti biochimici; illustrazione del programma del corso e modalità di sviluppo. 2. Elementi introduttivi - Cenni sui fenomeni dì trasporto - Trasporto di materia per diffusione molecolare e convezione tra fasi omogenee, gruppi adimensionali, analisi dimensionale, trasporto interfasi, teoria del doppio film, diffusione all'interno dì particelle, trasporto facilitato ed attivo, trasferimento dell'ossigeno - Trasferimento di calore; - Miscelazione, tipi di agitatori, richiesta di potenza in sistemi non aerati ed aerati, numero di potenza e dì aerazione, correlazione tra ka e potenza impegnata; - Oxygen Transfer Efficency (OTE); - Fluidi newtoniani. e non newtoniani, definizione e caratteristiche, effetto sull'agitazione e sul trasferimento di ossigeno; - analisi dei costi; - bilancio di materia di un processo biologico; - fabbisogni energetici e bilanci energetici di un processo biologico.

Modalità di esame: L'esame prevede lo svolgimento di una o più prove scritte

Informatica - Teoria

Docente: Roberto Segala

Crediti: 4.00

Periodo: 1° Sem

Anno di corso: 1°

Obiettivi formativi: Il corso si propone di introdurre gli elementi fondamentali dell'Informatica e di fornire i primi rudimenti di programmazione. Al termine del corso lo studente conosce i concetti di algoritmo, programma, informazione, conosce a livello elementare la struttura hardware di un calcolatore, la struttura di un sistema operativo, la struttura di una rete, è in grado di leggere semplici programi scritti in C e C++, ed è in grado di scrivere semplici programmi nei linguaggi C e C++. Nel corso non viene trattata la programmazione ad oggetti.

Programma: Algoritmi e Programmi: Concetti di sapere ed essere in grado di risolvere un problema, interpretazione di un linguaggio, problema semplice e complesso, scomposizione di un problema in sottoproblemi, algoritmo. Proprietà di un esecutore. Diagrammi di flusso. Linguaggi di programmazione: Sintassi e semantica, categorie di istruzioni (input/output, aritmetico/logiche, controllo), operatori, costrutti principali (if-then-else, while, repeat), variabili e tipi di dati elementari, vettori, record, sottoprogrammi. Elementi di teoria dell'informazione: Condizioni di esistenza dell'informazione, concetto di codice, informazione sintattica semantica e pragmatica, misura dell'informazione e concetto di bit, byte e suoi multipli, definizione di entropia, codifica binaria dei dati, rappresentazione di numeri in base diversa da 10. Struttura hardware di un calcolatore: Macchina di Von Neumannm struttura della CPU (diagramma interno a blocchi, esecuzione di una istruzione con fasi di fetch ed execute), memoria (struttura, memoria centrale e di massa, memoria elettronica, ottica, magnetica, magneto-ottica,flash, confronto in termini di velocità di accesso, capacità, volatilità, costo per bit, memorie ad accesso sequenziale, casuale, misto, associativo, struttura a blocchi di una memoria elettronica, gerarchia di memorie), dispositivi di Input/Output (hard disk, CD, CD-R, tastiera, video, mouse, stampante, interfacciamento di dispositivi di I/O, meccanismo delle interruzioni). Sistemi operativi: Obiettivi, funzioni svolte, e componenti principali. Gestione dei processi (code di pronto, esecuzione, attesa), gestione della memoria (cache, memoria virtuale), gestione delle periferiche (interazione con periferiche eterogenee, uso dei driver), gestione del file system (struttura logica di un file system). Reti di calcolatori: Reti locali e geografiche, collegamenti a commutazione di circuito e commutazione di pacchetto, trasmissioni ISDN, DSL, ATM, funzione di un modem, topologia (stella, anello, bus) e comunicazione (token-ring, CSMA/CD) in una rete locale, componenti di una rete (hub, swithc, bridge, router, gateway), indirizzamento IP, indirizzi simbolici, funzione del DNS. Il corso viene svolto in 32 ore di lezione frontale suddivise in 16 lezioni di due ore ciascuna, e 24 ore di laboratorio suddivise in 10 lezioni di 3 ore ciascuna. Le lezioni di teoria sono volutamente dense e più ricche di contenuti rispetto a quanto dichiarato negli obiettivi formativi. Questo al fine di affrontare gli argomenti fondamentali con il più alto numero di esempi possibile e di fornire agli studenti interessati gli strumenti necessari per ulteriori approfondimenti personali. Le lezioni di laboratorio consistono nella risoluzione di semplici esercizi di programmazione al calcolatore.

Modalità di esame: L'esame di Informatica è orale. Per l'ammissione all'esame lo studente deve superare una esercitazione scritta di 3 ore che consiste in cinque domande sulla parte di teoria e un esercizio sulla parte di laboratorio. L'esercitazione scritta si intende superata se lo studente ottiene una votazione di almeno 18/30 considerando che ogni domanda e ogni esercizio valgono 5 punti. All'esercitazione scritta lo studente può portare solamente penne e matite. Alla prova orale lo studente può decidere di verbalizzare il voto dell'esercitazione scritta o di essere riesaminato mediante colloquio. In tal caso il voto finale dell'esame sarà basato puramente sul colloquio senza tenere in alcun conto l'esito dell'esercitazione scritta.

Testi di riferimento: • Introduzione ai sistemi informatici di D. Sciuto, G. Buonanno, W. Fornaciari, L. Mari, , edito da Mc Graw Hill n° ediz. 2

Informatica - Laboratorio

Docente: Roberto Segala

Crediti: 2.00

Periodo: 1° Sem

Anno di corso: 1°

Obiettivi formativi: Il modulo di laboratorio introduce lo studente alla programmazione in C. Al termine del corso lo studente è in grado di leggere e scrivere semplici programmi.

Programma: Le 10 esercitazioni di 3 ore ciascuna consistono nell'implementazione di semplici programmi in C.

Modalità di esame: L'esame e' integrato con il modulo di teoria. Si veda il modulo di teoria per ulteriori informazioni.

Lingua inglese

Docente:

Crediti: 3.00

Periodo:

Anno di corso: 1°

Matematica - Teoria

Docente: Corrado Marastoni

Crediti: 7.00

Periodo: 1° Sem

Anno di corso: 1°

Obiettivi formativi: Il corso intende fornire gli strumenti matematici (strutture insiemistiche ed algebriche di base, calcolo differenziale ed integrale per funzioni di una o piu` variabili reali, equazioni differenziali ordinarie) indispensabili agli studenti durante il corso di laurea, con particolare attenzione all'applicazione pratica delle nozioni apprese.

Programma: [Parte 1: Algebra.] Insiemi, relazioni e funzioni. I numeri reali. I numeri complessi. Algebra lineare (matrici, sistemi lineari, geometria affine). [Parte 2: Funzioni di una variabile reale.] Generalita`. La topologia della retta reale, della retta reale estesa e degli spazi affini. Limiti, continuita` e comportamento locale. Derivazione. Studio dell’andamento grafico. Integrazione. [Parte 3; Funzioni di piu` variabili reali e equazioni differenziali.] Funzioni di due o piu` variabili reali: generalita`, derivate parziali, differenziale. Equazioni differenziali ordinarie lineari e a variabili separabili.

Modalità di esame: Prova scritta

Matematica - Laboratorio

Docente: Corrado Marastoni

Crediti: 2.00

Periodo: 1° Sem

Anno di corso: 1°

Obiettivi formativi: Vedi modulo di teoria (Matematica)

Programma: Vedi modulo di teoria (Matematica)

Modalità di esame: Vedi modulo di teoria (Matematica)

Microbiologia applicata - Microbiologia alimentare teoria

Docente: Sandra Torriani

Crediti: 2.50

Periodo: 1° Sem

Anno di corso: 3°

Obiettivi formativi: Il modulo si prefigge di fornire le conoscenze di base sui microrganismi coinvolti nella trasformazione, conservazione ed alterazione degli alimenti di origine animale e vegetale e delle loro attività con particolare riferimento alle interazioni microrganismo-prodotto e microrganismo-processo. Verranno approfonditi i principi per una comprensione delle potenzialità dei microrganismi come artefici di biotrasformazioni finalizzate all’ottenimento di prodotti alimentari con valenza funzionale.

Programma: Introduzione al corso: settori di interesse della microbiologia alimentare. Ecologia delle contaminazioni. Comportamento microbico in funzione delle caratteristiche micro-ecologiche dell’alimento. Parametri intrinseci ed estrinseci che condizionano la crescita microbica negli alimenti (pH, aw, temperatura, umidità, sostanze nutritive, modificazioni di atmosfera, effetti combinati). Metodi fisici e chimici per limitare la crescita dei microrganismi negli alimenti. Conservazione degli alimenti con additivi, con radiazioni, con bassa ed alta temperatura, per essiccamento, conservazione per via fermentativa. Incidenza e tipo di microrganismi negli alimenti. Danni subletali in relazione agli stimoli termici, chimici ed osmotici. L'alterazione microbiologica degli alimenti. I microorganismi utili, gli alteranti ed i patogeni. Microrganismi di interesse igienico sanitario connessi con gli alimenti: Aeromonas hydrophila, Clostridium botulinum, Salmonella, etc. Impiego di microrganismi per la trasformazione e conservazione degli alimenti: i batteri lattici, i lieviti. Il concetto e l’applicazione del sistema HACCP nell’industria alimentare. L’autocontrollo aziendale, norme GMP (Good Manufacturing Practice). Aspetti microbiologici relativi ad alcuni prodotti alimentari: latti fermentati; carni fresche, conservate e trasformate (insaccati e salumi); vegetali freschi, di IV e V gamma e fermentati; Alimenti funzionali: probiotici, prebiotici e simbiotici.

Modalità di esame: Non sono previste prove in itinere. La prova d’esame consisterà in una valutazione orale del grado di apprendimento conseguito sul programma svolto.

Microbiologia applicata - Microbiologia alimentare laboratorio

Docente: Sandra Torriani

Crediti: 1.00

Periodo: 1° Sem

Anno di corso: 3°

Obiettivi formativi: Il modulo si propone di fornire strumenti relativi all’applicazione di avanzate tecniche microbiologiche per l’identificazione e la caratterizzazione dei microrganismi di interesse agro-alimentare.

Programma: Analisi microbiologica di campioni di alimenti con metodi coltura-dipendenti e coltura-indipendenti (PCR-specie specifica, PCR-DGGE). Estrazione di acidi nucleici da matrici alimentari. Identificazione e tipizzazione molecolare di microrganismi isolati.

Modalità di esame: La prova d’esame consisterà in una valutazione scritta e orale del grado di apprendimento conseguito sul programma svolto.

Microbiologia applicata - Microbiologia ambientale teoria


Crediti: 2.50

Periodo: 1° Sem

Anno di corso: 3°

Obiettivi formativi: Il Modulo di Microbiologia Ambientale – nell’ambito complessivo dei temi inerenti la Microbiologia Applicata - si propone lo scopo di fornire agli studenti del 3° anno della Laurea Triennale in Biotecnologie Agro-Industriali concetti e metodologie di base per lo studio dei fenomeni di biotrasformazione/biodegradazione microbica nel suolo. Partendo da una analisi sistematica degli approcci di indagine per la valutazione dei processi e dei meccanismi degradativi a carico delle principali classi di inquinanti ambientali nel terreno, il Modulo vuol fornire gli strumenti per lo sviluppo di possibili interventi di bonifica biologica dei siti contaminati. Sono infine affrontati nel Modulo i principi teorici e gli aspetti applicativi relativi alla biolisciviazione dei metalli come presupposto sia per lo sfruttamento in ambito minerario (biomining) sia per la prevenzione della corrosione di origine

Programma: 1. Considerazioni generali sui concetti di biotrasformazione e biodegradazione microbica - 2. Metodi per la stima della biodegradabilità - 3. Previsione e quantificazione dei fattori limitanti la biodisponibilità e la biodegradazione - 4. Biodegradazione del materiali ligno-cellulosici - 5. Metodi per la misura della biodegradazione degli idrocarburi nei terreni - 6. Bioventilazione del suolo e modelli per la determinazione dei flussi d’aria nel terreno - 7. Incremento della biomassa microbica attiva mediante apporto di inoculi specifici - 8. L’impiego dei funghi in bonifica biologica - 9. Metodi per l’isolamento dei microorganismi degradatori di idrocarburi policiclici aromatici (IPA) e procedure per la determinazione degli intermedi metabolici ed il monitoraggio ambientale degli IPA - 10. Biodegradazione, trasformazione e bonifica dei composti nitro-aromatici - 11. Biodegradazione dei solventi alogenati - 12. Metodi per la stima della biodegradazione in condizioni anaerobiche - 13. Ecologia dei batteri Fe-riduttori nei suoli non contaminati e negli ambienti inquinati - 14. Biotrasformazioni dei policlorobifenili (PCB) - 15. Biodegradazione dei pesticidi di interesse agrario - 16. Uso di bioreattori e microcosmi per la stima del potenziale biodegradativo dei terreni - 17. Microbiologia della biolisciviazione dei metalli - 18. La corrosione indotta dai microorganismi - 19. Sviluppo in scala reale dei processi per la bonifica biologica.

Modalità di esame: scritto

Microbiologia applicata - Microbiologia ambientale laboratorio


Crediti: 1.00

Periodo: 1° Sem

Anno di corso: 3°

Obiettivi formativi: Il Modulo di Microbiologia Ambientale – nell’ambito complessivo dei temi inerenti la Microbiologia Applicata - si propone lo scopo di fornire agli studenti del 3° anno della Laurea Triennale in Biotecnologie Agro-Industriali concetti e metodologie di base per lo studio dei fenomeni di biotrasformazione/biodegradazione microbica nel suolo. Partendo da una analisi sistematica degli approcci di indagine per la valutazione dei processi e dei meccanismi degradativi a carico delle principali classi di inquinanti ambientali nel terreno, il Modulo vuol fornire gli strumenti per lo sviluppo di possibili interventi di bonifica biologica dei siti contaminati. Sono infine affrontati nel Modulo i principi teorici e gli aspetti applicativi relativi alla biolisciviazione dei metalli come presupposto sia per lo sfruttamento in ambito minerario (biomining) sia per la prevenzione della corrosione di origine

Programma: Le esercitazioni saranno l’occasione per la caratterizzazione della cenosi batterica di un terreno contaminato da idrocarburi policiclici aromatici (IPA). Verrà applicata la procedura di analisi molecolare mediante DGGE (Denaturing Gradient Gel Electrophoresis) a seguito di estrazione del DNA dal terreno con metodologia Fast-Prep. Nell’ambito dell’intera popolazione batterica, si procederà all’individuazione di genotipi IPA-degradarori attraverso amplificazioni mirate, mediante primers specifici per le mono-ossigenasi rubredossina-dipendenti nonché per la 1,2- e la 2,3-catecolo diossigenasi.

Modalità di esame: Prova pratica

Microbiologia generale - Teoria

Docente: Franco Dellaglio

Crediti: 6.00

Periodo: 1° Sem

Anno di corso: 2°

Obiettivi formativi: Il corso si propone di fornire le conoscenze di base e le nozioni generali sui microrganismi di interesse agro-industriale. Il corso intende inoltre fornire un quadro esauriente ed innovativo del ruolo dei microrganismi nelle trasformazioni delle materie prime di origine vegetale ed animale. Nel corso verranno trattate tematiche applicative intese ad approfondire le caratteristiche biotecnologiche dei batteri, dei lieviti, delle muffe volte ad ottimizzare le loro attività metaboliche ed il loro controllo in relazione al prodotto in cui sono presenti ed operanti. Sarà inoltre sottolineata l’importanza della biodiversità microbica quale fonte a cui attingere per nuove applicazioni biotecnologiche agro-industriali ed alimentari.

Programma: PARTE GENERALE Differenze tra struttura eucariotica e batterica. Funzioni ed importanza della parete cellulare, della membrana citoplasmatica, delle inclusioni cellulari. Materiale nucleare ed i plasmidi. Metabolismo fermentativo e respiratorio, esigenze nutrizionali, influenza dei fattori biotici ed abiotici sullo sviluppo microbico. Gli stress ambientali e la risposta microbica. La curva di crescita. La spora batterica e delle cellule eucariotiche. I batteriofagi. Le batteriocine. I metaboliti microbici di interesse applicativo. ASPETTI METODOLOGICI Importanza del microscopio. Trattamenti chimico-fisici di sterilizzazione o di stabilizzazione biologica dei substrati. Metodi tradizionali, rapidi, diretti ed indiretti, con tecniche immuno-enzimatiche e molecolari per l'isolamento, identificazione fenotipica e caratterizzazione biotecnologica dei microrganismi di interesse agro-industriale. Tassonomia polifasica e filogenesi dei microrganismi. Tecniche di propagazione, conservazione ed utilizzazione delle colture microbiche. ASPETTI APPLICATIVI Gruppi microbici funzionali: I batteri lattici ed i lieviti: generi e specie fondamentali e caratterizzanti dei processi fermentativi impiegati nella produzione di alimenti tradizionali e funzionali. Attività antagonistica diretta ed indiretta verso microrganismi indesiderati. Interazioni positive con altri microrganismi. I microrganismi probiotici e regolatori degli equilibri intestinali dell’uomo. Cenni sui microrganismi deterioranti e patogeni per l’uomo presenti nelle materie prime e nei prodotti alimentari finiti. ECOLOGIA MICROBICA La biodiversità microbica: ruolo nella tipicità degli ecosistemi naturali e dei prodotti tradizionali; spia degli equilibri biologici; fonte per nuove applicazioni biotecnologiche agro-industriali ed alimentari.

Modalità di esame: Gli esami potranno essere effettuati sia mediante prova scritta che mediante colloquio orale.


Docente: Giacomo Zapparoli

Crediti: 1.00

Periodo: 1° Sem

Anno di corso: 2°

Obiettivi formativi: Lo studente deve apprendere le basilari tecniche di microbiologia che gli permettono di isolare, coltivare ed identificare, almeno sommariamente, un microrganismo, nonché essere in grado di effettuare semplici analisi di tipo microbiologico a partire da qualsiasi matrice.

Programma: Le esercitazioni si svolgono su 4 lezioni nelle quali verrà effettuato l’isolamento di microrganismi da matrici naturali e la loro identificazione attraverso metodi tradizionali che prevedono la purificazione e la coltivazione in terreni di laboratorio e l’uso del microscopio ottico. Le esercitazioni comprendono: • preparazione di terreni più o meno specifici per l’isolamento e la coltivazione dei microrganismi • semina su piastra e incubazione nelle condizioni idonee allo scopo • conta e determinazione della carica microbica • purificazione e coltivazione del microrganismo su terreni solidi e liquidi • identificazione per analisi morfologica delle colonie e delle cellule al microscopio ottico e uso di tecniche colorimetriche e saggi biochimici

Modalità di esame: Al termine delle lezioni pratiche lo studente è tenuto a redigere una relazione relativa all'attività svolta in laboratorio, e verrà valutato sulla base di detta relazione.


Docente: Giacomo Zapparoli

Crediti: 1.00

Periodo: 1° Sem

Anno di corso: 2°

Obiettivi formativi: Lo studente deve apprendere le basilari tecniche di microbiologia che gli permettono di isolare, coltivare ed identificare, almeno sommariamente, un microrganismo, nonché essere in grado di effettuare semplici analisi di tipo microbiologico a partire da qualsiasi matrice.

Programma: Le esercitazioni si svolgono su 4 lezioni nelle quali verrà effettuato l’isolamento di microrganismi da matrici naturali e la loro identificazione attraverso metodi tradizionali che prevedono la purificazione e la coltivazione in terreni di laboratorio e l’uso del microscopio ottico. Le esercitazioni comprendono: • preparazione di terreni più o meno specifici per l’isolamento e la coltivazione dei microrganismi • semina su piastra e incubazione nelle condizioni idonee allo scopo • conta e determinazione della carica microbica • purificazione e coltivazione del microrganismo su terreni solidi e liquidi • identificazione per analisi morfologica delle colonie e delle cellule al microscopio ottico e uso di tecniche colorimetriche e saggi biochimici

Modalità di esame: Al termine delle lezioni pratiche lo studente è tenuto a redigere una relazione relativa all'attività svolta in laboratorio, e verrà valutato sulla base di detta relazione.

Statistica applicata - Teoria

Docente: Paola Siri

Crediti: 3.00

Periodo: 2° Sem

Anno di corso: 1°

Obiettivi formativi: Il corso si propone di fornire allo studente gli strumenti fondamentali della Statistica Descrittiva e della Statistica Inferenziale, con il supporto delle nozioni di base del Calcolo delle Probabilità.

Programma: STATISTICA DESCRITTIVA Variabili categoriche e numeriche: frequenza assoluta e relativa, frequenza cumulata. Rappresentazione grafica dei dati: tabelle di contingenza, istogrammi e diagrammi a barre, ogive, dot-plot, stem and leaf, box-plot. Principali indici statistici di posizione, dispersione e forma. Media e varianza per dati raggruppati. Variabili bidimensionali: tabelle a doppia entrata e istogrammi tridimensionali. Frequenze congiunte e marginali, frequenze condizionate. Principali indici statistici di relazione. CALCOLO DELLE PROBABILITA' Definizione di modello probabilistico e rappresentazione degli eventi come insiemi. Proprietà fondamentali di una probabilità. Caso particolare: spazi finiti e uniformi. Probabilità condizionata: definizione e proprietà. Formula della probabilità totale e formula di Bayes. Eventi indipendenti. Variabili aleatorie discrete e continue: funzioni di densità e di ripartizione. Esempi di v.a. discrete: Bernoulli, Binomiale, Poisson, Uniforme discreta. Approssimazione di una v.a. Binomiale con una v.a. di Poisson. Esempi di v.a. continue: Gaussiana, Esponenziale, Uniforme continua. Interpretazione della v.a. gaussiana come curva degli errori. Media e varianza di una v.a. : calcolo e principali proprietà. Cenni a coppie di v.a. : densità congiunta e marginali. Indipendenza. Covarianza e correlazione di due v.a.: calcolo e principali proprietà. Convergenza in legge e Teorema Limite Centrale. Approssimazione gaussiana. Convergenza in probabilità e Legge Debole dei Grandi Numeri. STATISTICA INFERENZIALE Modello statistico e campionamento casuale. Stimatore di un parametro: corretto, consistente. Stimatori di media e varianza e loro proprietà. Cenni alle v.a. chi quadro, t di Student: uso delle tavole per il calcolo dei quantili. Intervalli di confidenza per media e varianza in campioni gaussiani e campioni numerosi. Tests d'ipotesi: definizioni principali. Tests sulla media per campioni gaussiani, di Bernoulli e campioni numerosi. Tests sulla varianza per campioni gaussiani. Test chi quadro di adattamento. Regressione lineare: calcolo della retta di regressione con il metodo dei minimi quadrati. Analisi dei residui. Cenno alla regressione multipla e ai modelli non lineari. LABORATORIO Recupero dei dati e loro rappresentazione grafica con l'utilizzo di Excel: tabelle ed istogrammi. Calcolo di indici statistici. Analisi dei dati: confronto con variabili note. Normal scores plot. Regressione lineare e analisi di modelli non lineari.

Modalità di esame: La verifica del profitto avviene attraverso una prova scritta alla fine del periodo didattico, costituita da due parti: una pratica (svolgimento di esercizi proposti) ed una teorica (definizioni, enunciati e dimostrazioni visti durante il corso, nonché esercizi di immediata soluzione). La prova orale è facoltativa. Un'esercitazione obbligatoria in laboratorio aumenta fino ad un massimo di 2 punti la votatione finale

Statistica applicata - Laboratorio

Docente: Paola Siri

Crediti: 2.00

Periodo: 2° Sem

Anno di corso: 1°

Obiettivi formativi: Si veda la pagina del corso di Statistica Applicata

Programma: Si veda la pagina del corso di Statistica Applicata

Modalità di esame: Si veda la pagina del corso di Statistica Applicata

Tecniche di colture cellulari - Cellule animali

Docente:

Crediti: 2.00

Periodo: 2° Sem

Anno di corso: 2°

Obiettivi formativi: Scopo del corso e’ fornire allo studente una panoramica delle moderne tecniche di coltura delle cellule animali e dell’utilizzo delle colture per la produzione e per la valutazione dell’attivita’ biologica di molecole di interesse biotecnologico. Il corso intende inoltre fornire allo studente alcuni cenni sull’uso delle colture cellulari in biomedicina con particolare riferimento alle colture delle cellule staminali.

Programma: Modulo: Cellule animali La cellula animale • Vantaggi e svantaggi delle colture di cellule animali rispetto alla sperimentazione con animali • Colture primarie e il limite di Hayflick • Trasformazione cellulare per l’ottenimento di linee stabilizzate • Strumentazione e reagenti per le colture di cellule animali. Composizione dei principali terreni. Sieri animali e terreni sintetici. • La contaminazione delle colture. Il rischio biologico associato alla manipolazione di cellule umane e le fondamentali procedure biohazard da utilizzare nel laboratorio • Modelli qualitativi e quantitativi per la sperimentazione. Cenni sulla teoria statistica di Poisson. Applicazioni della teoria di Poisson negli esperimenti di diluizione limite • Clonaggio di cellule per la produzione di anticorpi monoclonali. Quantificazione delle plasmacellule in vivo. Quantificazione del potenziale clonogenico di una popolazione di cellule tumorali • Coltura di cellule su feeder layer. Colture massive in mini-bioreattori per la produzione di anticorpi monoclonali e di proteine in genere. • Tecniche di immunofenotipizzazione. • Tecniche fluorimetriche e strumentazione per l’analisi della fluorescenza: il citofluorimetro, la microscopia confocale e la fluorimetria per micropiastre • Preparazione ed esecuzione di un esperimento con cellule animali: conta cellulare e stima della vitalita’ del campione, saggi di citotossicita’, misure della morte cellulare programmata e della necrosi • Uso di cellule umane differenziate o differenziabili in vitro. Misure elettriche e di permeabilita’ • Coltura di cellule tumorali in 3 dimensioni: morfologia e proprieta’, saggi di citotossicita’ • Cellule staminali embrionali ed adulte. Tecniche di isolamento e purificazione e loro possibili applicazioni

Modalità di esame: Alla fine del corso lo studente dovra’ sostenere un esame scritto

Tecniche di colture cellulari - Cellule vegetali

Docente: Antonella Furini

Crediti: 2.00

Periodo: 2° Sem

Anno di corso: 2°

Obiettivi formativi: Il corso introduce i concetti generali delle colture cellulari vegetali. Tratta l’utilizzo di ormoni per il differenziamento e dedifferenziamento delle cellule in vitro. Obiettivo del corso e’ altresi’ l’applicazione biotecnologica delle colture cellulari come la trasformazione genetica e la produzione di proteine eterologhe.

Programma: Lezioni frontali: Organizzazione del laboratorio: area e strumenti per la preparazione dei mezzi di coltura. Coltura asettica. Metodi di sterilizzazione. Cappa a flusso laminare, camera di crescita e controllo dei fattori ambientali. Composizione dei mezzi di coltura. Preparazione degli espianti, sterilizzazione, inoculo e trasferimenti. Influenza del tipo di espianto sulla crescita e lo sviluppo, influenza dei fattori fisici sulla crescita e lo sviluppo. Trasferimento dal mezzo di coltura al suolo. Embriogenesi somatica, concetto di differenziamento e dedifferenziamento. Organogenesi diretta e indiretta. Coltura di calli, di cellule in sospensione. Coltura di protoplasti e ibridi somatici. Produzione di aploidi in vitro. Micropropagazione. Variazione somaclonale. Trasformazione genetica per mezzo dell’agrobatterio, con metodo biolistico e per infiltrazione. Produzione di proteine eterologhe. Piante transgeniche e impatto ambientale.

Modalità di esame: Prova orale e relazione scritta relativa ai risultati ottenuti dagli esperimenti di laboratorio

Tecniche di colture cellulari - Laboratorio di cellule vegetali

Docente: Antonella Furini

Crediti: 2.00

Periodo: 2° Sem

Anno di corso: 2°

Obiettivi formativi: Acquisire la capacita' di lavorare in condizioni di sterilita' e di seguire i processi di rigenerazione di una pianta da una singola cellula o da tessuti. Si eseguira' inoltre la trasformazione genetica e si analizzeranno le piante con tecniche molecolari

Programma: Preparazione dei mezzi di coltura, sterilizzazione in autoclave e per filtrazione. Sospensioni cellulari ed embriogenesi somatica. Organogenesi diretta e indiretta. Micropropagazione da bulbo, stelo e foglia. Preparazione di protoplasti. Trasformazione genetica ed analisi di piante transgeniche.

Modalità di esame: Prova orale e relazione scritta relativa ai risultati ottenuti dagli esperimenti di laboratorio.

Tecnologie alimentari - Teoria

Docente: Corrado Rizzi

Crediti: 7.00

Periodo: 1° Sem

Anno di corso: 3°

Obiettivi formativi: Il corso si propone di offrire allo studente le informazioni tecnico-scientifiche di base per la comprensione e la padronanza delle operazioni su cui si fondano i processi tecnologici di produzione degli alimenti fornendo nozioni: - sui concetti di qualità di processo in funzione della qualità di prodotto ed aspetti ad essi connessi, in questo contesto vengono fornite alcune nozioni sulle principali metodologie di gestione della qualità nell’industria alimentare; - sulle principali classi di sostanze contenute nelle materie prime e nei prodotti alimentari finiti; - sulle loro modificazioni durante i processi tecnologici di trasformazione e conservazione; - sui principali metodi di valutazione sensoriali e strumentali legati alla definizione del profilo sensoriale, nutrizionale e merceologico di alcuni prodotti alimentari con particolare riguardo alle possibili implicazioni sulla salute del consumatore.

Programma: Lo studente dovrà acquisire le conoscenze di base sui costituenti e sulle materie prime dei sistemi alimentari anche in relazione alla qualità organolettica, nutrizionale e composizionale dei prodotti finiti in funzione dei processi a cui sono sottoposti. Verranno inoltre descritti i processi tecnologici e le modalità con cui le caratteristiche qualitative degli alimenti possono essere modificate fornendo, anche attraverso esempi specifici, le conoscenze di base sui meccanismi biochimici e molecolari sottesi; lo studente apprenderà inoltre quali sono le garanzie igienico sanitarie nel settore alimentare anche nell’ottica del sistema HACCP. Tenendo conto delle peculiarità produttive della zona geografica, verrà dato spazio alla descrizione di specifici processi produttivi e di condizionamento delle principali alimenti e matrici di origine vegetale (pane, pasta, birra, vino ed olio) e di origine animale (la carne, il latte ed i prodotti da loro derivati).

Modalità di esame: Quesiti scritti con risposta breve ed eventuale colloquio integrativo

Tecnologie alimentari - Laboratorio

Docente: Corrado Rizzi

Crediti: 1.00

Periodo: 1° Sem

Anno di corso: 3°

Obiettivi formativi: La parte pratica del corso è finalizzata alla applicazione ed al consolidamento della comprensione delle nozioni acquisite nella parte teorica.

Programma: Lo studente applicherà le conoscenze acquisite durante la parte teorica del corso eseguendo estrazioni ed analisi quali- quantitative di specifiche componenti di matrici alimentari. Nel dettaglio lo studente eseguirà estrazioni frazionate della componente proteica di farine e prodotti da forno. Successivamente eseguirà saggi di quantificazione ed analisi elettroforetiche, immunoenzimatiche e zimografiche. Infine analizzerà la presenza di fattori antinutrizionali e le modificazioni indotte su questi dai processi delle tecnologie alimentari tramite saggi d’inibizione dell’attività amilasica .


Docente: Massimo Delledonne

Crediti: 1.00

Periodo: 1° Sem

Anno di corso: 3°

Obiettivi formativi: Scopo del corso è quello di contribuire a fornire un’appropriata conoscenza delle metodiche molecolari e affinare le capacità dello studente di applicarle in situazioni concrete. L’obiettivo formativo primario è quindi rappresentato dall’apprendimento delle metodologie necessarie allo svolgimento delle più comuni pratiche di manipolazione del DNA che un biotecnologo sarà chiamato a svolgere. In particolare il corso tratta le principali tecniche di purificazione degli acidi nucleici, la loro separazione mediante elettroforesi, la manipolazione del DNA e le metodologie per clonaggio in vettori batterici, virali e di lievito. E' prevista l'applicazione delle principali tecniche di purificazione del DNA plasmidico e genomico, la separazione del DNA mediante elettroforesi su gel di agarosio, la sua digestione con enzimi di restrizione, la preparazione di costrutti genici e la loro trasformazione in E. coli.

Programma: 1- Concetti e tecniche di purificazione degli acidi nucleici Purificazione del DNA Preparazione DNA plasmidico Preparazione DNA genomico Preparazione DNA fagico 3- Separazione degli acidi nucleici mediante elettroforesi su gel di agarosio 4- Manipolazione del DNA e clonaggio Caratteristiche e strategie d’uso dei vettori di clonaggio Plasmidi Cosmidi Batteriofagi Cromosomi artificiali di lievito (YAC) Cromosomi artificiali batterici (BAC) Clonaggio in E. coli Digestione con enzimi di restrizione Recupero frammenti DNA da gel di agarosio Defosforilazione vettore Ligatura Preparazione cellule competenti Trasformazione Analisi cloni ricombinanti

Modalità di esame: Valutazione del grado di preparazione mediante colloquio Inizio pagina


Docente: Angelo Spena

Crediti: 1.00

Periodo: 1° Sem

Anno di corso: 3°




Docente: Massimo Delledonne

Crediti: 3.00

Periodo: 1° Sem

Anno di corso: 3°


Programma: Preparazione DNA plasmidico Preparazione DNA genomico Separazione del DNA mediante elettroforesi su gel di agarosio Digestione con enzimi di restrizione Recupero frammenti DNA da gel di agarosio Defosforilazione vettore Ligatura Preparazione cellule competenti Trasformazione Analisi cloni ricombinanti



Docente: Angelo Spena

Crediti: 3.00

Periodo: 1° Sem

Anno di corso: 3°


Programma: Preparazione DNA plasmidico Preparazione DNA genomico Separazione del DNA mediante elettroforesi su gel di agarosio Digestione con enzimi di restrizione Recupero frammenti DNA da gel di agarosio Defosforilazione vettore Ligatura Preparazione cellule competenti Trasformazione Analisi cloni ricombinanti


Guida dello studente - dbt.univr.it · Chimica e biochimica analitica - Laboratorio di biochimica...

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