UNIVERSIDAD AUTÓNOMA DE BAJA CALIFORNIA SUR

ÁREA DE CONOCIMIENTO DE CIENCIAS DEL MAR

DEPARTAMENTO ACADÉMICO DE BIOLOGIA MARINA

MEMORIA SOBRE LA PARTICIPACIÓN DE UN PROYECTO DE INVESTIGACIÓN EN LA UNIVERSIDAD

PRODUCCION DE LARVAS Y SEMILLAS DEL CALLO DE HACHA Atrina maura (Sowerby, 1835) EN EL LABORATORIO EXPERIMENTAL DE ACUACULTURA DE

PICHILINGUE DE LA UNIVERSIDAD AUTONOMA DE BAJA CALIFORNIA SUR

QUE COMO REQUISITO PARA OBTENER EL TITULO DE:

BIOLOGO MARINO

PRESENTA:

ALEJANDRO MELGUIZO ROBLES

DIRECTOR:

DR. CESAR ARTURO RUIZ VERDUGO

La Paz, Baja California Sur, México, Junio de 2011

AGRADECIMIENTOS

El presente trabajo se realizó dentro del Proyecto SAGARPA-CONACyT 2005-

12563 "Desarrollo de la Biotecnología de la Poliploidía para el mejoramiento

genético del callo de hacha Atrina maura” y de Acuacultura Robles con la

asesoría del M.C. Miguel Robles Mungaray.

A la Universidad Autónoma de Baja California Sur por la facilidad y acceso a

las instalaciones del laboratorio experimental de acuacultura de Pichilingue.

A mi comité tutorial por su asesoría y valiosos comentarios.

A Eloisa Robles Rocha por el apoyo en los cultivos larvarios.

A Elizabeth Pérez Bravo, encargada del laboratorio de microalgas del

Laboratorio Experimental de Acuacultura de Pichilingue (LEAP) de la

UABCS.

RESUMEN

En Baja California Sur, la pesquería del callo de hacha esta compuesta

principalmente por dos especies, Atrina maura y Pinna rugosa, siendo la

primera la de mayor valor comercial. A. maura no cuenta con una

pesquería regulada, por ejemplo no existe una temporada de veda, lo que

ocasiona sobre explotación; es por esta razón, que por medio de la

acuacultura se busca incrementar la producción de esta especie. El presente

trabajo tuvo como objetivo el acondicionar las instalaciones del

Laboratorio Experimental de Acuacultura de Pichilingue (LEAP) de la

Universidad Autónoma de Baja California Sur para la producción de

semilla de Atrina maura. Las mejoras realizadas permitieron que en el

LEAP la producción de semilla de callo de hacha, además el LEAP esta en

condiciones de producir semilla de cualquier otro bivalvo en cantidades

comerciales, antes de este trabajo solo se podía producir semilla a nivel

experimental. Sin embargo para que se produzca semilla de bivalvos es

necesario que el LEAP cuente con técnicos capacitados y de tiempo

completo. Además se siga con el procedimiento de rutinas en la limpieza,

tratamiento de agua entre otros aspectos descritos en el presente trabajo.

Palabras clave: Atrina maura, larva, semilla, laboratorio.

i 

 

CONTENIDO

Resumen i

Contenido ii

Lista de Figuras iii

Lista de Tablas iv

Lista de Anexos iv

Introducción………………………………………………………………. 1

Antecedentes……………………………………………………………… 3

Justificación………………………………………………………………. 5

Objetivo General………………………………………………………….. 6

Objetivo Particular…………………………………………………. 6

Metodología……………………………………………………………… 7

Resultados Observados…………………………………………………… 23

Conclusión……………………………………………………………….. 38

Recomendaciones………………………………………………………… 39

Bibliografía……………………………………………………………….. 41

ii  

Lista de figuras.

Figura 1. Organismo adulto de Atrina maura…………………………... 1

Figura 2. Área de extracción de reproductores…………………………. 7

Figura 3. Tanque de maduración de 100 l………………………………. 9

Figura 4. Limpieza de reproductores antes del desove…………………. 10

Figura 5. Inducción al desove por medio de choques térmicos………… 11

Figura 6. Reproductores suspendidos en el tanque para la expulsión de

gametos………………………………………………………..

11

Figura 7. Hembra de Atrina maura en desove, expulsando ovocitos…… 12

Figura 8. Primer bajada de larvas de Atrina maura del tanque; el tamiz

de 40 µm debe estar en una charola con agua………………...

13

Figura 9. La figura muestra las larvas de Atrina maura que ya fueron

lavadas y retenidas…………………………………………….

14

Figura 10. Medidas morfométricas de las larvas de Atrina maura………... 15

Figura 11. Mesas de fijación de postlarvas de Atrina maura con flujo de

agua en dirección de arriba hacia abajo……………………….

16

Figura 12. Se muestra la manera en que se desprende la semilla de

Atrina maura de las charolas de fijación……………………...

17

Figura 13. Tina de preengorda…………………………………………… 18

Figura 14. Modulo de 40 bolsas de 30 L propuesto e instalado para el

cultivo de microalgas en el Laboratorio Experimental de

Acuacultura de Pichilingue……………………………………

19

Figura 15. Diagrama de flujo de la filtración externa en el Laboratorio

Experimental de Acuacultura de Pichilingue………………….

20

Figura 16. Diagrama de flujo de la filtración interna en el Laboratorio

Experimental de Acuacultura de Pichilingue………………….

21

Figura 17. Llenado de tanque de 5000 L…………………………………. 21

Figura 18. Filtros ultravioleta en el área de microalgas………………….. 22

Figura 19. Regadera en el tanque para la reintegración de las larvas a la

columna de agua………………………………………………

24

Figura 20. Fotografías del desarrollo larvario de Atrina maura…………… 25

iii  

iv  

Figura 21. Semillas de Atrina maura…………………………………………. 28

Figura 22. Antigua toma de agua de LEAP………………………………. 29

Figura 23. Piletas principales de sedimentación………………………….. 30

Figura 24. Canal de llamada (canal de sedimentación) y piletas de

sedimentación………………………………………………….

31

Figura 25. Piletas de recepción y filtro de arena sílica externo…………...

31

Figura 26. Reservorio de concreto de 20,000 L………………………….. 32

Figura 27. Sistema de filtrado interno de LEAP…………………………. 33

Figura 28. Columnas de fibra de vidrio…………………………………... 34

Figura 29. Diagrama de flujo del método anterior de siembra de

microalgas……………………………………………………..

34

Figura 30. Autoclave para la esterilización de material del cepario……… 35

Figura 31. Modulo del cepario actual del área de microalgas del LEAP… 36

Figura 32. Columnas de policarbonato, usadas actualmente en el área de

microalgas de LEAP…………………………………………..

36

Figura 33. Diagrama del flujo del cultivo de microalgas del LEAP……... 37

Lista de Tablas.

Tabla 1 Resumen de los cultivos larvarios monitoreados durante un año……………………………………………………..............

26

Lista de Anexos

Anexo 1 Bitácora de cultivo larvario………………………………….. 44

INTRODUCCIÓN

La familia Pinnidae presenta siete especies de moluscos bivalvos en el Pacífico tropical

de América (Keen1971).Estos organismos son comúnmente conocidos como “Callos

de hacha” ó “Hachas” en México y “Pen shells” en los Estados Unidos. Tres de estas

especies se distribuyen en el Golfo de California: Atrina maura (Sowerby, 1835), Atrina

tuberculosa (Sowerby, 1835) y Pinna rugosa (Sowerby, 1835), y dos mas por la costa

oeste de la península de Baja California en la costa del Pacifico, Atrina oldroydii

(Sowerby, 1835) y Atrina texta (Sowerby, 1835)(Ángel-Pérezet al,. 2000). Morán-

Angulo y Valdez-Pineda (2009) reportaron a A. oldroydii en Sinaloa y Nayarit a

profundidades de 0.5 a 45 m.

Esta familia se conforma por organismos que alcanzan tallas hasta de 50 cm, la

apariencia de las valvas es característica ya que presentan forma de pluma o abanico; la

superficie externa de la concha, presenta surcos concéntricos y costillas radiales

provistas de espinas, a excepción de A. oldroydii, cuyas valvas son completamente lisas;

el color de la concha va de ámbar-purpúreo a café oscuro (Figura 1;Barnes, 1996).

Figura 1.Organismo adulto de Atrina maura

1  

Estos organismos se encuentran generalmente con el extremo anterior enterrado en

sustratos blandos y adheridos a elementos duros.La fijación al sedimento se logra por

los filamentos bisales que tiene, estos son hilos resistentes de material corneo,

secretados por la glándula pedal. La abertura posterior de la concha es cerrada por la

contracción de los músculos aductores (Barnes, 1996).

A. maura es un organismo gonocórico; el estado de madurez sexual que presenta se

puede observar por la coloración de la gónada, la cual en ocasiones se puede observar

macroscópicamente cuando las valvas se abren con la ayuda de una cuña; la gónada de

las hembras presenta una coloración anaranjado fuerte (color ladrillo) y la de los

machos un color blanquecino (Vélez-Barajas y Fajardo-León, 1996). La fecundación es

externa y su desarrollo larval es planctónico con larvas trocófora, véliger y

pedivéliger(Barnes, 1996).

En Baja California Sur la pesquería del callo de hacha está compuesta principalmente

por el hacha larga Pinna rugosa y el hacha china Atrina maura, esta ultima con una

captura total de 45 tm de callo fresco (músculo aductor), solamente en el periodo de

1990-2000 y con un aumento de 273 Tm en el 2006(Singh-Cabanillas y Michel-

Guerrero, 2002; SAGARPA, 2007, datos no publicados).

La porción comercial del callo de hacha es el músculo aductor posterior al que se le

llama “callo”, que alcanza precios entre $120 y $180 por kilogramo en la playa directo

al pescador, aunque el precio al público sobrepasa los $250.00 (Robles-Mungaray,

Com. Per.). Este producto es comercializado principalmente en los estados de Sinaloa,

Sonora, Baja California, Baja California Sur y en las ciudades grandes de la Republica

como México, D. F., Guadalajara y Monterrey (Vélez-Barajas y Fajardo-León, 1996).

2  

La pesquería del callo de hacha, en particular de A. maura, ha generado un notable

interés en los grupos productores, quienes han demandado con insistencia alternativas

de explotación pesquera y acuícola, por lo que se han organizado para conformar un

fondo denominado de “Investigación Pesquera” que permita al Instituto Nacional de la

Pesca a través del CRIP La Paz realizar estudios básicos sobre la especie, a fin de

disponer de información para reglamentar la pesquería de manera sustentable (Robles-

Mungaray, 2004).

ANTECEDENTES.

Desde principio de los años ochentas en San Blas, Nayarit se iniciaron los trabajos de

producción de semilla y su cultivo en campo del callo de hacha (Robles-Mungaray,

com. per.). En 1988 se comenzó a estudiar la producción de semilla en el estado de

Sonora en el Centro Ostrícola del Estado de Sonora, y fue hasta los años 1995-1996

cuando se logra la primera producción comercial de semilla y se comenzósu engorda en

campo en distintos cuerpos de agua del noroeste de México, (Robles–Mungarayet al,.

1996; Robles-Mungaray, 2004). En el 2004 en Sinaloa se construyó un laboratorio

exclusivo para la producción de semilla de callo de hacha y al año siguiente se logró una

producción de 2.5 millones de semillas las cuales fueron sembradas por 6 grupos de

cooperativistas del norte se Sinaloa, en el 2006 se produjeron 3.5 millones más de

semillas (Maeda, 2008; Robles-Mungaray, 2009, com. per.)

Se han realizado estudios para lograr el éxito de los cultivos en laboratorio, tal es el caso

de Rodríguez-Jaramillo (2004), que comparó la calidad de los ovocitos de hembras

3  

maduradas en laboratorio de callo de hacha Atrina maura a tres diferentes temperaturas

contra hembras del medio natural.

Robles-Mungaray (2004) analizó y discutió un total de 53 corridas larvarias realizadas

en el Centro Reproductor de Especies Marinas del Estado de Sonora (CREMES) y en el

Centro de Investigaciones Biológicas del Noroeste (CIBNOR), estableciendo una

biotecnología para la producción de larvas y semillas de callo de hacha, así como el

desarrollo de procedimientos para la inducción a la triploidía.

Niebla-Larreta (2006)llevó a cabo la maduración de A. tuberculosa en el laboratorio del

CREMES en Bahía de Kino, Sonora, utilizando dietas diferentes de microalgas y

administrando también almidón de maíz, para la realización de desove y descripción de

larvas véliger “D”.

Mendo (2008) realizó un trabajo en el que observó la sobrevivencia y el crecimiento de

adultos de A. maura y P.rugosa en el medio natural. Y por otra parte Robles-Rocha

(2010)estudió las características histoquímicas y morfológicas de las larvas véliger de A.

maura, y Goldchain (2010) evaluó el crecimiento y sobrevivencia de esta misma

especie bajo condiciones de cultivo y en relación con su posición e la columna de

agua.Chacón-Ojeda(2010) estudió con redes neuronales las relaciones morfométricas

de las larvas de A. maura con el éxito en la producción de semilla.

4  

JUSTIFICACIÓN

El establecimiento delos bancos naturales de bivalvos es de suma importancia para el

manejo de las pesquerías, pero muchas de estas poblaciones naturales ya se encuentran

cerca de los límites máximos sostenibles y en algunos lugares ya los han sobrepasado,

situación que puede apoyarse a través de la acuacultura, que ofrece una alternativa para

la recuperación de las poblaciones naturales (Arizpe-Covarrubias y Félix-Uraga, 1986;

FAO, 2006,).

Debido a la disminución de los bancos y a la falta de semilla de callo de hacha, los

niveles de producción que se tienen en la actualidad no satisfacen la demanda del

mercado nacional, por lo que los grupos de productores han buscando alternativas que

les permitan explotar el recurso silvestre hasta un limitesustentable, e incrementar los

volúmenes de producción a través de la acuacultura (Rodríguez-Jaramillo, 2001).Es

necesario incrementar el número de laboratorios que estén en la capacidad de producir

semilla de callo de hacha.Por esta razón se planteo la adecuación del Laboratorio

Experimental de Acuacultura de Pichilingue(UABCS) a las necesidades de

infraestructura para el estudio y posterior producción de semilla de A. maura.Esto bajo

el auspicio del Proyecto SAGARPA-CONACyT 2005-12563 "Desarrollo de la

Biotecnología de la Poliploidía para el mejoramiento genético del callo de hacha Atrina

maura”.

5  

OBJETIVOS

General.

Producción de larva y semilla de callo de hacha Atrina maura en las instalaciones del

LEAP (Laboratorio Experimental de Acuacultura de Pichilingue) de la Universidad

Autónoma de Baja California Sur.

Particular.

Adecuar la metodología para la producción del callo de hacha Atrina maura a las

instalaciones del LEAP de la UABCS.

6  

METODOLOGÍA

Este trabajo se realizó en las instalaciones del Laboratorio Experimental de Acuacultura

de Pichilingue (LEAP) de la Universidad Autónoma de Baja California Sur. Los

organismos reproductores fueron extraídos de Bahía Magdalena (Puerto Adolfo López

Mateos, San Carlos, Puerto Chale y Rancho Bueno, BCS) en el Océano Pacífico

(coordenadas: 24°20’ y 24°50’ de Latitud Norte y 111°22’ y 112°14’ de Longitud

Oeste, en la porción suroeste del estado). (Figura 2).

Figura 2. Área de extracción de reproductores (En Garcia-Dominguez etal., 2008)

7  

Extracción y transporte de reproductores

La extracción de los reproductores fue mediante buceo (con generador de aire y/o

autónomo).Para no dañar al biso de los organismos, durante la extracción se utilizó una

motobomba mediante la cual se inyecto flujo de agua para desenterrar a los organismos

sin lastimarlos.

Una vez colectados los organismos se colocaron en hieleras con agua de mar fría (18-

20°C) o en seco, a los cuales se les colocó papel periódico o cartón húmedo y encima

de este un poco de hielo, evitando que tuvieran contacto directo con los organismospara

ser trasladados al LEAP en hieleras.

Maduración

Una vez que los organismos se tienen en el laboratorio se colocaron en el área de

maduración, colocándolos en tanque de 100 L a una densidad de 5 organismos por tina

(Figura 3), (dependiendo del tamaño del organismo), manteniéndolos con temperatura

constante (20° a 23°C) y alimento continuo de Chaetoceros gracilis, Ch. calcitrans e

Isochrysis galbana en proporción (4:4:2); el alimento se repartía en 2 tanques cónicos

de 1600 L interconectados para hacer llegar el alimento a las tinas de maduración por

gravedad; las heces se limpiaron a diario mediante sifoneo.

El desove se realizó al día siguiente de que fueron colectados los organismos o entre 1 y

6 semanas, según la madurez con que llegaron al laboratorio.

8  

Figura 3. Tanque de maduración de 100 L.

Inducción al desove

Los organismos fueron extraídos de las tinas 1 o 2 horas antes del desove y se

limpiaron de parásitos externos con un cepillo y agua dulce (Figura 4), con la finalidad

de evitar el desove de algún otro organismo incrustado y así evitar la confusión de

larvas.

9  

Figura 4. Limpieza de reproductores antes del desove.

Para iniciar el desove se colocaron a los organismos en una tara de 60 L (10 a 12

organismos por desove), en donde se les dieron choques térmicos con intervalos de

temperatura de 10 °C(17 y 27°C), comenzando con el agua fría (Figura 5). El cambio de

temperatura se realizó cada 30 min. Este cambio se realizó de dos a tres veces. Cuando

no se obtuvo expulsión de gametos en las taras, se procedió a colocar a los organismos

en canastas Nestier®, las cuales fueron suspendidas unos 10 cm en un tanque de 5000L

con agua marina a una temperatura de 27 °Cy sin alimento en espera de la expulsión de

los gametos (Figura 6).

10  

Figura 5. Inducción al desove por medio de choques térmicos.

Figura 6. Reproductores suspendidos en tanque para la expulsión de gametos.

11  

Cuando el desove de los organismos machos comenzó se mantuvieron en observación

hasta que cada uno de ellos expulsara solo una parte de sus gametos para luego retirarse

del tanque, por otra parte a las hembras se les dejó a que expulsaran la cantidad máxima

de ovocitos (Figura 7), esto con la finalidad de evitar poliespermia y obtener un mayor

porcentaje de larvas viables.

Figura 7. Hembra de Atrina maura en desove, expulsando ovocitos.

En estos tanques se llevó a cabo el desarrollo embrionario que tardó aproximadamente

22 horas. Al cabo de este tiempo las larvas completaron su desarrollo embrionario,

transformándose en larvas véliger de charnela recta (Larva “D”), lo que nos indicó que

estaban listas para ser traspasadas a otro tanque.

12  

Manejo de larvas

Una vez que las que se completo el desarrollo embrionario, las larvas ya estaban listas

para ser pasadas a otro tanque previamente llenado con agua de mar filtrada a 1 µm y

alimentado con 25 000 cel/mL de Isochrysis galbana. Para esto, el agua y larvas del

tanque del desove fueron drenadas a través de un tamiz de luz de malla de 40 µm que

fue puesto en una charola para que las larvas no cayeran directamente en la malla, sino

que cayeran en agua para que no se lastime la concha (esto solo se hace la primer bajada

de larvas), para posteriormente, las larvas retenidas en este tamiz fueron pasadas por un

tamiz de 60µm para limpiarlas de basura u objetos extraños antes de ser pasado al otro

tanque(Figura 8 y 9).

A excepción del primer día que se cambiaron de tanque a las 24 h, el resto del cultivo,

los cambios de larvas de un tanque a otro se realizaron cada 48 h.

Figura 8. Primer bajada de larvas de Atrina mauradel tanque; el tamiz de 40 µm debe estar en una

charola con agua.

13  

Figura 9. La figura muestra las larvas de Atrina mauraque ya fueron lavadas y retenidas.

La cantidad de alimento fue aumentando conforme el crecimiento de las larvas. A partir

del séptimo día se combinó el alimento con 15 000 cel/mL de Isochrysis galbana y 15

000 cel/mLChaetoceros calcitrans, al igual que la utilización de la luz de malla de los

tamices también se incrementó hasta utilizar la malla 315 µm.

Esta rutina se llevó a cabo hasta la obtención de larva fijadora (pedivéliger) que se

caracteriza por el desarrollo del pie y del comportamiento de la larva. En esta fase la

larva utiliza el pie para buscar un sustrato para su fijación, lo cual generalmente sucede

cuando presenta una talla de 450-490 µm.

14  

Morfometrías

Antes de vaciar el tanque de 5 000 L, se tomó una alícuota de 20mL, a la cual se le

agregaron unas gotas de formol para detener el movimiento de las larvas y se facilitara

la observación al microscopio para un conteo de larvas, posteriormente se tomaron

fotografías mediante un cámaraNikon DS5 instalada en un microscopio Nikon

Optiphot.Las larvas fueron medidas en su largo y alto con el programa Image Pro Plus

(v 6.0) (Figura 10).

Alto

Largo

Alto

Largo

Figura 10. Medidas morfométricas de las larvas de Atrina maura.

Fijación o asentamiento

Para la obtención de larva fijadora se pasaron las larvas por un tamiz de 315µm; la larva

retenida en este tamiz se le consideró como larva fijadora. Las larvas que pasaron por

esta malla fueron regresadas a otro tanque de cultivo larvario para que continuaran su

15  

crecimiento. Las retenidas en esta malla pasaron a las mesas de fijación, esta rutina se

realizó cada dos días hasta que la población larvaria alcanzó la talla de fijación.

Ya obtenida la larva fijadora, se colocaron en charolas de fijación (Figura 11), las cuales

tienen un fondo de malla Nitex® de 180 µm de luz y dimensiones de 60x70 cm. Estas

charolas fueron colocadas en las tinas de fijación (4 charolas en cada tina) las cuales

fueron llenadas con agua marina donde se mantuvieron con un flujo continuo de agua y

alimento (Isochrysis galbana, Chaetoceros gracillis y Ch. calcitrans) de arriba hacia

abajo de aproximadamente 1L/minuto/charola, el agua fue bombeada de un tanque de

5000 L previamente alimentado. Para evitar problemas de bacterias en las mesas de

fijación, cada dos días secambió el tanque y se llenó con agua nueva, repitiendo este

proceso hasta que presentaron un talla aproximada entre 0.3 y 0.5 cm.

Figura 11. Mesas de fijación de postlarvas de Atrina maura con flujo de agua en dirección de arriba hacia abajo.

16  

Para despegar las semillas de las charolas se utilizó una mica plástica(Figura 12)

(también se puede utilizar una espátula) con la finalidad de arrastrarlas a todas hacia un

extremo de la charola y poder maniobrarlas mejor al momento de ser pasadas a los

tambores de preengorda (surgencias).

Figura 12. Se muestra la manera en que se desprende la semilla de Atrina maura de las charolas de fijación.

Preengorda

Cuando las larvas presentaron las tallas entre 0.3 y 0.5 cm, ya se denominan juveniles,

los cuales fueron transferidos de las mesas de fijación al área de preengorda, en las que

fueron colocados en tambores con malla de 315 µm con un flujo de agua en forma de

surgencia de abajo hacia arriba, aireación y alimento continuo (Isochrysis galbana,

Chaetoceros gracillis y Ch. calcitrans), manteniendo una temperatura de 24 a 27oC

(Figura 13).

17  

Figura 13. Tina de preengorda con recirculación por aireación.

Diariamente, las tinas fueron vaciadas, lavadas y enjuagadas con agua dulce y agua

marina, los tamices se enjuagaron con agua de mar, para eliminar las heces, finalmente

se volvieron a llenar las tinas con agua y alimento nuevo proveniente de los reservorios

de 1600 Linterconectados.

Esta rutina se realizó diariamente hasta que la semilla alcanzo la talla comercial (10 a 15

mm) (Figura 21).

18  

Cultivo de apoyo y alimentación.

En el área de microalgas se realizaron algunas modificaciones a las técnicas de cultivo

para obtener una mayor cantidad de alimento. En el cepario se colocaron tubos de PVC

para adicionar aire a los matraces y así acelerar la reproducción de las microalgas,

además se agregó un paso mas, que fue el sembrado de garrafón de 20L. El módulo de

bolsas se cambio de 16 a uno de 40 bolsas para poder cosechar 10 bolsas diarias (Figura

14).

Para la alimentación de las larvas, semillas y reproductores se realizaron cultivos de

microalgas de 3 especies (Isochrysis galbana, Chaetoceros calcitrans y Ch. gracilis), en

columnas de 400 Lde policarbonato, material completamente transparente, utilizando

aireación para el constante movimiento de las células y f2 de Guillard para su óptimo

crecimiento, cosechando 5 columnas y administrando directamente de ellas por medio

de una bomba sumergible de 1/6 HP (Little Giant®).

Figura 14. Modulo de 40 bolsas de 30 L propuesto e instalado para el cultivo de microalgas en el Laboratorio Experimental de Acuacultura de Pichilingue.

19  

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21  

El agua que se utilizó para el área de microalgas, además de ser pasada por cada uno de

estos filtros, es pasada por un filtro de luz UV (Figura 18) y finalmente para el llenado

de las columnas se utilizo un filtro de bolsa Gaff de 1 µm.

Lámparas UV 

Figura 18. Filtros ultravioleta dentro del área de microalgas

Limpieza de materiales

Los tanques de cultivo se lavaron después de que fueron vaciados para evitar la

formación de bacterias patógenas. Para el lavado de tanques se utilizó acido muriático

diluido en agua (1:10), se enjuagaron con agua dulce y se dejaron en seco para su

posterior llenado.

Los tamices fueron revisados antes de usarse para verificar que no existiera alguna

ruptura de la malla, al finalizar el trabajo se lavaron con agua dulce para evitar

taponamiento por la sal.

22  

RESULTADOS

Se realizaron 9 cultivos de Atrina maura en las instalaciones del laboratorio

experimental de acuacultura de octubre del 2006 hasta agosto del 2007, solo del 3ro y

7mo se obtuvo semilla (0.3 a 0.5 cm)(Tabla 1), El cultivo larvario de A. maura es muy

diferente a los de otros bivalvos, presentándose una larva “D” de charnela recta

alrededor de las 24 horas: aproximadamente al 5to día la larva comienza a redondearse

presentando tallas iguales de largo y alto, posterior al 9no día la larva comienza a

umbarse, tomando una forma triangular, esta forma la mantiene hasta casi el final del

desarrollo larvario antes de la metamorfosis a fase juvenil en la que presenta una talla de

450µm aproximadamente, larva que es retenida en una malla de 315µm para ser pasadas

a las mesas de fijación. La larva es pasada por un tamiz de 450µm para limpiarla de

materia orgánica e inorgánica.

En la Figura 20 se presentan las fotografías de las diferentes fases del desarrollo

larvario.

La larva fijadora del callo de hacha no presenta mancha ocular como en otras especies

de bivalvos, en esta especie el pie es muy activo en busca de un sustrato para su

asentamiento.

Durante todo el cultivo larvario se presentó el problema de la flotabilidad de las larvas,

para lo que se utilizó una regadera para reintegrar a las larvas a la columna de agua

utilizando una bomba sumergible de 1/16 HPque tomaba el agua del mismo tanque

(Figura 19); la bomba se colocó en una bolsa de malla de 80µm para que las larvas no

pasaran por la bomba, también se utilizó una botella de plástico con orificios en el tapón

23  

para que el agua saliera en forma de regadera, con la finalidad de disminuir la

flotabilidad de las larvas

Figura 19. Regadera en el tanque para la reintegración de las larvas a la columna de agua.

24  

A B

C D

E F

G H

Figura 20. Fotografías del desarrollo larvario de Atrina maura. A) Larva véliger de 1 día, B) Larva véliger de 4 días, C) Larva véliger umbada de 15 días 40x, D) Larva véliger umbada de 19 días 40x, E) Larva véliger umbada de 23 días 40x, F) Larva véliger umbada de 25 días 40x, G) Larva pedivéliger de 27 días 40x, H) Juvenil (semilla) después de la metamorfosis.

25  

Tabla I.-Resumen de los nueve cultivos larvarios, monitoreados durante un año.

(GN) Guerrero Negro, (LPZ) La Paz, (SC) San Carlos, y (LM) López Mateos

(Ig) Isochrysisgalbana (Cc) Chaetoceros calcitrans (Cg) Chaetoceros gracilis

*acondicionados 1 mes en Pichilingue

** No se contaron. Se dejaron en un tanque de 1600 L y solo se administraba alimento hasta que se fijaron en el fondo del tanque

26  

Asentamiento o Fijación

Una vez que se obtuvo la larva fijadora de los tanques, se colocaron en las charolas de fijación;

en cada charola se trató de colocar un aproximado de 120 mil larvas (4 g).

Al finalizar la fijación, el resultado fue de 150 mil semillas, las cuales fueron del 3er cultivo,

ya que del 7mo cultivo solo se obtuvieron 2 mil semillas.

Preengorda

Esta fase fue satisfactoria, pero no del todo, ya que se pudieron mantener alrededor de 150,000

mil semillas, pero al llegar casi a la talla comercial, falto alimento, ya que se tenían 3200 L, lo

que fue insuficiente, observando en la recirculación un clareo de alimento (consumo total), lo

que ocasionó que durante gran parte de la noche la recirculación del agua estuviera sin

alimento, presentando una baja de defensas en las semillas y el aumento de protozoarios las

atacaran y se presentara la mortalidad de estas.

27  

Figura 21 . Semilla de Atrina maura

Modificaciones

Las modificaciones realizadas en las instalaciones del LEAP de la UABCS, mejoraron la

producción de los cultivos. Los cambios fueron los siguientes:

Toma de agua

Antes

Se encontraba a un costado del muelle y a un metro aproximadamente de separación del

fondo(Figura 22).

28  

Figura 22. Antigua toma de agua de LEAP

Después

La toma de agua fue el primer cambio que se realizó antes de comenzar con los cultivos

larvarios, ya que esta se encontraba al final del muelle, presentando una separación del fondo

de 1m, lo que ocasionaba que cuando había revoltura del agua el filtrado no fuera del todo

bueno, lo que cambio al colocar la toma de agua a una distancia de 30 m del muelle con una

manguera heliflex de 2 pulgadas y dejando la pichancha a media agua con la ayuda de una

bolla, en donde la revoltura del agua no ocasionaba tanto daño, ya que la punta de la manguera

se encontraba sujeta entre un muerto de cemento (esto daba margen de flotabilidad con

respecto al nivel de marea), ya que a bajas profundidades se da más la revoltura del agua.

29  

Filtrado de agua

Antes

El agua que se bombeaba llegaba a unas piletas principales de sedimentación (Figura 23), para

posteriormente pasar a través del canal de llamada en el cual se presentaba el proceso de

sedimentación, en este canal se encontraban una serie de piletas en donde el agua era decantada

(Figura 24) hasta llegara las piletas de recepción donde el agua era filtrada por un filtro de

arena sílica y puesta en reservorios de 20 000 L de concreto (Figura 26), de aquí el agua era

bombeada para ser pasada por un filtro de carbón activado; a su vez el agua se bombeaba a un

tanque-reservorio que se encontraba en el techo del laboratorio.

El agua utilizada se tomaba de tubería de PVC que se encontraba sostenida del techo.

Figura 23. Piletas principales de sedimentación.

30  

Figura 24. Canal de llamada (canal de sedimentación) y piletas de sedimentación

Figura 25. Piletas de recepción y filtro de arena sílica externo

31  

Figura 26. Reservorio de concreto de 20,000 L.

Después

Filtrado externo.- El primer proceso de filtrado es el mismo que antes hasta el primer filtro de

arena sílica (Figura 25) ya que de aquí el agua era pasada a unRotoplas® de 10 000L de donde

se bombeaba al interior del laboratorio. Filtrado interno.- El agua que era bombeada al interior

del laboratorio era pasada por un filtro de arena sílica, posteriormente por dos bolsas GAF de 5

µm y dos de 1 µm, después por un filtro de carbón activado (Figura 27) y para el llenado de

los tanques se utilizaba una bolsa de 1 µm mas grande (Figura 17).

32  

Figura 27. Sistema de filtrado interno de LEAP.

El problema del filtrado que se tenía antes en el LEAP era que no se tenía la limpieza correcta,

ya que el tanque-reservorio y tuberías de agua no se depuraban después de su uso, sino que se

quedaba el agua estancada hasta su próximo uso, lo que ocasionaba la proliferación de

bacterias, y como consecuencia cultivos fallidos.

Microalgas

Antes

Cepario.- Los matraces no tenían aire, solo se agitaba en la mañana, a media día y en la tarde.

Bolsas.- El modulo de bolsas se encontraba pegado en la pared, estas tenían una capacidad de

20L y solo se cosechaban 4 bosas diarias.

Columnas.- Estas eran de fibra de vidrio (opacas) (Figura 28).

Filtro de arena sílica

Filtros de bolsas Gaff  

Filtro de carbón activado 

33  

Los pasos que sse utilizaban

Figura 29. D

Figura 2

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28. Columnas

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siembra de mmicroalgas.

34  

El mayor interés en esta área fue el incrementar la producción de alimento, ya que al principio

el cepario se manejaba sin aireación, en el modulo de bolsas (16 bolsas) se cosechaban 4

bolsas diarias y las columnas eran de fibra de vidrio y estaban opacas, lo que no permitía el

paso de luz para la reproducción de las células, obteniendo densidades bajas.

Después

Para poder incrementar esta producción se hicieron arreglos en esta área, que fueron: agregar

aireación a los matraces y aumentar el número de matraces (Figura 31).

Todos los matraces fueron esterilizados en una autoclave (Figura 30).

Figura 30. Autoclave para esterilización de material del cepario

35  

Figura 31. Módulo del cepario actual del área de microalgas de LEAP

En las bolsas se incrementó el numero de estas (24 mas) instalando un modulo para tener 40

bolsas (Figura14) y cosechando 10 bolsas diarias; las columnas de microalgas se elaboraron de

policarbonato, material muy transparente y resistente, lo que permitió el máximo paso de luz y

el aumento significativo en las densidadde celular del cultivo (Figura 32).

Figura 32. Columnas de policarbonato usadas actualmente en el área de microalgas de LEAP

36  

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37

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CONCLUSIÓN

La producción de larva y semilla del callo de hacha Atrina maura es muy diferente a la de

otros bivalvos, en esta especie se presenta una baja tasa de sobrevivencia la cual se cree que es

debido a la flotabilidad de las larvas en los cultivos larvarios, aunado a esto, en las

instalaciones del LEAP se dificulta un poco mas que otros laboratorios debido a su ubicación,

ya que la transportación marítima (Baja Ferries) y su diaria circulación provocan la remoción

de sedimentos, los cuales se mantienen en suspensión y a la hora del bombeo del agua esto

llega a afectar en los cultivos larvarios y cultivos de apoyo (microalgas).

Otro de los factores que se presentan en contra de la producción de esta especie, son las

instalaciones de LEAP, las cuales presentan un gran deterioro debido al poco mantenimiento,

un ejemplo de ello son las piletas de sedimentación, a las cuales no se les daba una limpieza

continua, la cual debería ser cada semana, cepillarlas y drenarlas y dejarlas secar hasta el día

siguiente de su uso, lo mismo con el canal de llamada, actos que no se realizaban, lo que

ocasiona la proliferación de bacterias y por lo tanto cultivos fallidos.

Los cambios que se realizaron en las instalaciones del LEAP fueron para mejorar la producción

de semilla; en el tiempo de estancia en este laboratorio se trato de mantener una sanidad

adecuada para una mejor producción, realizando todo lo antes mencionado, acciones que

anteriormente no se realizaban.

38  

RECOMENDACIONES.

-Limpiar las piletas de sedimentación y el canal de llamada por lo menos una

vez por semana y dejarlas secar hasta el día siguiente de su uso.

-Lavar el Rotoplas de 10 mil l una vez por semana con acido muriático diluido.

-Introducir Formol en las tuberías del aire cada 15 días para matar hongos incubados

en ella.

-Hacer el proceso de retro lavado antes y después de usar el sistema.

-Agregar cloro a los filtros al terminar el filtrado y dejarlos llenos por media

hora y después dejarlos drenar para que queden secos para el día siguiente, este

proceso realizarlo cada semana o cada 15 días, dependiendo del proceso

de las larvas

-Dejar secos todos los filtros después de usar el sistema.

-Cambiar la arena y el carbón de los filtros cada 2 meses, o poco mas dependiendo del

uso de estos, cada año

-Escurrir bien las mangueras de llenado de tanques para evitar la proliferación de

bacterias.

-Lavar el material (tamices y tanques) con agua dulce.

-Revisar el alimento, que se encuentre limpio y sin protozoarios.

39  

-Tener la seguridad de que los reproductores se encuentran bien maduros para

obtener buenos resultados.

-Separar las larvas por tallas para tener un mejor control de las densidades.

-Estudiar el comportamiento de flotabilidad de las larvas.

-Que se contrate a un técnico de tiempo completo capacitado para que este pendiente

de estas tareas. Ya que sin personal no podrá producir semilla de una manera

constante además de realizar proyectos de investigación con éxito.

40  

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43  

44  

Anexo 1.

Bitácora de cultivo larvario.

Cultivo _(#)__ de __(Especie)___Origen __(Zona de extracción)__ __(DD/MM/AA)__

Edad

(días)

De

tanque

A

tanque

T°C

del

agua

Tamiz

(utilizado)

Tamaño

(µm)

Alimento

(cel/ml)

Observaciones